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113 | 2014
Annuaire du Collège de France 2012-2013
Résumé des cours et travaux 113e année
I. Sciences mathématiques, physiques et naturelles

Chimie des processus biologiques

Marc Fontecave
p. 251-271

Plan

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Notes de la rédaction

Les enregistrements des cours et des séminaires sont disponibles en audio et en vidéo sur le site Internet du Collège de France : http://www.college-de-france.fr/site/marc-fontecave/course-2012-2013.htm et http://www.college-de-france.fr/site/marc-fontecave/seminar-2012-2013.htm

Texte intégral

Enseignement

Cours : Clusters métalliques et enzymes : le vivant inorganique

1Il est communément considéré que la matière vivante est organique. En réalité, on sait aujourd’hui qu’une très grande quantité de processus naturels dépendent de l’intervention d’un ou de plusieurs ions métalliques. Par exemple, près de 40 % des protéines ne fonctionnent que parce qu’elles fixent un ou plusieurs ions métalliques (sodium, magnésium, calcium, fer, zinc, cuivre, etc.) On les appelle des métalloprotéines. Le vivant paraît encore plus inorganique lorsque certains de ces sites métalliques, associant plusieurs ions métalliques du même type (homo-nucléaire) ou de type différent (hétéro-nucléaire) au sein de clusters inorganiques, ressemblent à de petits morceaux de matériaux solides. Cette réalité est très mal connue et fait donc l’objet de ce cours. L’approche est d’autant plus pertinente quand on observe que ces clusters métalliques naturels interviennent dans des réactions biosynthétiques et métaboliques d’une très grande importance pour la vie cellulaire. L’étude de la structure, de la réactivité et de l’assemblage de ces clusters constituent des sujets de recherche fascinants pour la chimie bio-inorganique, à l’interface avec la biologie.

Cours 1. Du fer et du soufre : un minéral dans nos cellules

2En introduction de cette série de cours sur les clusters métalliques en biologie sont présentées les différentes familles de centres métalliques naturels. Ces derniers peuvent être constitués d’un ou de plusieurs ions métalliques, complétés parfois par des ligands exogènes (porphyrines, molybdoptérine, cyanure, etc.) et fixés par un ou plusieurs liens de coordination avec des acides aminés de la chaîne polypeptidique. Les centres polynucléaires peuvent contenir un seul ou plusieurs types de métaux. Les métaux les plus utilisés sont le fer et le zinc mais la nature exploite aussi des métaux moins abondants comme le molybdène et le cobalt.

3Le premier cours s’intéresse plus particulièrement à la grande famille des clusters fer-soufre, qui résultent d’un assemblage organisé d’atomes de fer et d’atomes de soufre, le plus souvent attachés à la protéine par des liaisons avec des cystéines de la chaîne polypeptidique. Ces clusters jouent des rôles majeurs dans le métabolisme cellulaire chez tous les organismes vivants : (i) transfert d’électrons (respiration, photosynthèse, etc.) ; (ii) catalyse acide (aconitase) ; (iii) catalyse rédox (réductolyse de la S-adénosylméthionine) ; (iv) régulation de l’expression des gènes (facteurs de transcription et de traduction). Ces différents aspects fonctionnels sont brièvement discutés.

4La seconde partie du cours pose la question de la biosynthèse de ces clusters. En effet, les atomes de fer et de soufre ne s’assemblent pas spontanément dans la protéine hôte et la mise en place du site métallique dépend de l’action de machineries protéiques biosynthétiques d’une très grande complexité, identifiées et étudiées depuis peu de temps. Les deux grandes familles de machineries de biosynthèse des clusters fer-soufre, ISC et SUF, sont présentées, du point de vue de leur structure, de leur fonction et de leur régulation.

Cours 2. Biosynthèse des isoprénoides : des enzymes fer-soufre, cibles thérapeutiques

5L’importance fonctionnelle des protéines fer-soufre en font, dans certaines conditions, des cibles thérapeutiques potentielles de grand intérêt. Ce concept est illustré ici avec le cas de la biosynthèse des précurseurs des isoprénoides, l’isopenténylpyrophosphate (IPP) et le diméthyallypyrophosphate (DMAPP). Les isoprénoides sont un ensemble de molécules naturelles qui jouent des rôles essentiels en biologie (ubiquinone, vitamine E, cholestérol, carotène, …). Il a été découvert récemment que la biosynthèse de l’IPP et du DMAPP utilisait des voies différentes chez l’homme (voie du mévalonate) et chez certaines bactéries pathogènes (voie du méthyl-érythritolphosphate), ce qui permet d’envisager des approches antibactériennes très sélectives, en ciblant spécifiquement la seconde voie. Dans ce cours, on montre comment deux enzymes fer-soufre, IspG et IspH, participant à cette voie de biosynthèse sont étudiées de façon très approfondie du point de vue de leur structure et de leur réactivité pour mettre au point des molécules inhibitrices sélectives et efficaces. Des résultats récents laissent espérer des applications prochaines dans le domaine de la thérapie antibactérienne, basées sur des molécules élaborées grâce à cette approche.

Cours 3. Activation de l’oxygène moléculaire : une soupe de fer, de manganèse et de cuivre

6L’activation de l’oxygène moléculaire présent dans l’air est un processus d’une très grande importance pour les organismes vivants. Elle permet de réaliser une très large gamme de réactions d’oxydation utilisant l’oxygène comme agent oxydant, malgré sa très grande stabilité. La nature utilise souvent, mais pas exclusivement, des ions métalliques comme le fer ou le cuivre pour réaliser cette activation. Dans ce cours sont présentés différents systèmes polynucléaires métallo-enzymatiques qui catalysent des réactions d’oxydation étonnantes. Il s’agit d’abord de la transformation d’une tyrosine en radical tyrosinyle au sein des ribonucléotide réductases (RNRs). Cette réaction est d’une importance majeure puisque c’est ce radical tyrosinyle qui permet aux RNRs de synthétiser les désoxyribonucléotides, les précurseurs de l’ADN. En réalité, on trouve dans la nature des RNRs utilisant soit deux atomes de fer soit deux atomes de manganèse et fonctionnant, sur le plan mécanistique, différemment. Les mécanismes d’activation de l’oxygène par ces deux systèmes sont présentés. Très récemment, une RNR utilisant un atome de fer et un atome de manganèse a été découverte.

7Une seconde réaction fascinante est présentée pour illustrer l’intervention de clusters complexes dans les réactions d’oxydation. Il s’agit de l’oxydation du méthane par l’oxygène en méthanol, catalysée par la méthane-monooxygénase (MMO). La MMO possède de multiples atomes de cuivre absolument essentiels à l’activité au sein d’un assemblage polynucléaire dont il reste encore à déterminer la structure.

Cours 4. Biotransformations radicalaires : de multiples clusters fer-soufre

8Les systèmes métallo-enzymatiques peuvent être rendus encore plus complexes lorsqu’ils utilisent plusieurs clusters métalliques au sein de la même protéine. C’est le cas notamment d’un sous-ensemble de la grande famille des enzymes Radical-SAM qui contiennent deux clusters [4Fe-4S]. Plusieurs systèmes enzymatiques impliquées dans des réactions complexes de modification d’ARNs de transfert, de modification de protéines, de biosynthèse de cofacteurs, de biosynthèse d’antibiotiques, toutes sortes de réactions métaboliques, sont présentés. Il est maintenant bien établi que cette complexité est liée à la nécessité d’activer deux substrats stables, notamment en espèces radicalaires intermédiaires très réactives, et de les faire réagir ensemble de façon concertée. De fait, le premier cluster est très généralement utilisé pour fixer la SAM (S-adénosylméthionine) et l’activer en radical 5’-désoxyadénosyle. Celui-ci peut alors réagir avec le second substrat qui est fixé et activé sur le second cluster. La situation est encore plus complexe quand de tels systèmes travaillent sur trois substrats, ce qui est le cas lors de certaines réactions de modification d’ARNs de transfert ou de protéines. Dans ce cas, le site actif permet de positionner la macromolécule à modifier à proximité des deux clusters, comme cela a été démontré par cristallographie dans le cas de la protéine RimO.

Cours 5. La nitrogénase : un cluster à fer et molybdène unique pour l’activation de l’azote

9Sans doute, les clusters biologiques les plus complexes sont rencontrés dans la nitrogénase, l’enzyme qui fixe l’azote de l’air et le transforme en ammoniac, une réaction d’une importance capitale pour les plantes (cycle de l’azote) et qui fascine les chimistes depuis très longtemps. Pour catalyser cette réaction de réduction, la nature a choisi deux clusters à base de fer et de soufre : le cluster P, fait de huit atomes de fer et de sept atomes de soufre et qui participe essentiellement au transfert des électrons vers le second cluster, et le cluster Fe-Moco, constitué de sept atomes de fer, un atome de molybdène, un atome de carbone et de neuf atomes de soufre, qui est le site de la fixation de N2 et de sa réduction multiélectronique. La structure de la nitrogénase, de ses clusters et les hypothèses mécanistiques actuellement acceptées sont présentées dans ce cours. Ces travaux sont depuis longtemps complétés par des approches de chimie bio-inspirée qui consistent à synthétiser de petits complexes de fer et/ou de molybdène, mono- ou polynucléaires, et d’évaluer leur capacité de réduction de l’azote. Des résultats récents sont également discutés. Enfin, sont présentés les systèmes complexes multi-protéiques de biosynthèse des clusters de la nitrogénase et leur mode d’action.

Cours 6. Des organométalliques dans les enzymes : maturation des hydrogénases

10Il est maintenant admis que la présence d’un centre métallique complexe au sein d’une métallo-enzyme implique l’existence d’un mécanisme spécifique et étroitement contrôlé pour sa biosynthèse. Celui-ci est assuré par des machineries le plus souvent multi-protéiques qui constituent des sujets d’étude d’une très grande actualité. On en a vu, dans cette série de cours, avec l’étude des centres fer-soufre ou bien dans le cas de la nitrogénase. Cette question est complétée, dans ce dernier cours, avec la présentation des systèmes de maturation des hydrogénases, des enzymes d’un grand intérêt technologique puisqu’elles catalysent de façon très efficace l’interconversion eau-hydrogène et sont donc explorées comme catalyseurs dans des applications de type électrolyseurs et piles à combustible. Les sites actifs sont constitués de complexes binucléaires, soit de fer (FeFe), soit de nickel et de fer (NiFe). Ces derniers possèdent cette propriété remarquable de comporter des ligands diatomiques comme le monoxyde de carbone (CO) et le cyanure (CN) qui font l’objet de nombreuses études. Dans ce cours sont présentées les différentes machineries naturelles d’assemblage de ces sites actifs, notamment les enzymes qui contribuent à la biosynthèse du CO et du CN, qui restent encore incomplètement connues. Ce cours se termine avec un résultat obtenu au laboratoire et qui a été publié dans la revue Nature, dans son numéro du 4 juillet 2013. En combinant l’une des protéines d’assemblage des sites FeFe, appelée HydF, avec un complexe synthétique biomimétique de ces sites, il est possible de produire une protéine hybride qui est capable de maturer l’hydrogénase, sans intervention de la machinerie naturelle de biosynthèse. Cet outil technologique ouvre de nouvelles perspectives en matière de production des hydrogénases et de leurs applications dans le domaine des nouvelles technologies de l’énergie.

Séminaires

Éléments pour une vision intégrée de l’assemblage des centres Fe-S dans les protéines chez Escherichia coli

Séminaire du 22 janvier 2013 : Frédéric Barras, professeur à l’université d’Aix-Marseille, directeur du laboratoire de chimie bactérienne, UMR CNRS-AMU, membre de l’Institut Universitaire de France

11Le recrutement de centres Fe-S – entités constituées d’atomes de fer et de soufre dans une géométrie définie – par les protéines est vraisemblablement très ancien et fût facilité par l’abondance de ces deux éléments à la surface de la Terre lorsque la vie est apparue. Les protéines possédant des centres Fe-S jouent donc un rôle crucial dans la biologie de tous les organismes vivants actuels et participent à tous les grands processus cellulaires, de l’expression génétique à la réplication de l’ADN via la modification des ARN ribosomaux, le métabolisme central ou la photosynthèse. Ce succès évolutif n’est toutefois pas sans poser de nombreuses difficultés et contraintes. Une de ces difficultés pour les organismes réside dans les relations paradoxales que les centres Fe-S entretiennent avec l’oxygène (O2) et ses formes actives dérivées (FAO). En effet, les centres Fe-S sont de remarquables senseurs de la présence de l’O2 ou des FAO, permettant aux cellules de s’adapter à la présence du premier et de se protéger des secondes. Toutefois, les centres Fe-S peuvent être dégradés par l’O2 et les FAO, voire contribué à la formation des FAO (via la chimie de Fenton), mettant ainsi les cellules qui les abritent en danger. Quelles stratégies moléculaires les organismes vivants développent-ils pour continuer à exploiter les remarquables propriétés chimiques et électroniques des centres Fe-S tout en contrôlant leur fragilité et leur potentielle toxicité ? Une autre difficulté est lié à la rareté du fer bio-disponible. Comment construire des centres Fe-S lorsque le fer est le plus souvent trouvé en concentration limitante ? Enfin, un autre enjeu est l’abondance de protéines à centres Fe-S dans un organisme. À titre d’exemple, plus de 5 % du protéome de Escherichia coli, soit environ 200 espèces protéiques, possèdent un (ou plusieurs) centres Fe-S. Comment les organismes vivants gèrent-ils la construction et assurent-ils la distribution des centres Fe-S pour répondre à la demande de cette population importante à la fois quantitativement et qualitativement ? Nous avons tenté de répondre à ces questions en présentant nos études chez Escherichia coli. Les résultats des approches de chimie, biochimie, génétique et physiologie moléculaire que nous avons présentés nous ont permis de jeter les bases d’une vision intégrée de la biogénèse des protéines à centres Fe-S chez un organisme modèle.

Références

12B. Py, et F. Barras, « Building Fe/S proteins : Bacterial strategies », Nature Rev. Microbiol., 8, 436-446 (2010).

B. Py, P.L. Moreau et F. Barras, « Fe-S clusters, fragile sentinels of the cell », Curr. Opin. Microbiol., 14, 218-223 (2011).

F. Barras, et M. Fontecave, « Cobalt stress in Escherichia coli and Salmonella enterica : molecular bases for toxicity and resistance », Metallomics, 3, 1130-1134 (2011).

La voie de biosynthèse du NAD : un cluster métallique comme catalyseur et cible thérapeutique

Séminaire du 29 janvier 2013 : Sandrine Ollagnier de Choudens, directrice de recherches, CNRS

13La découverte des antibiotiques et leur utilisation dans le traitement d’infections a constitué une des avancées les plus spectaculaires du xxe siècle dans le domaine de la médecine. Cependant, l’utilisation massive, parfois excessive, des antibiotiques rend progressivement les bactéries résistantes. Cette résistance des bactéries aux antibiotiques incite les chercheurs à trouver de nouvelles substances antibactériennes ainsi que de nouvelles cibles. La voie de biosynthèse du nicotinamide adénine dinucléotide (NAD), un cofacteur essentiel en biologie, constitue une voie métabolique intéressante pour le développement de nouveaux agents antibactériens. En effet, un des intermédiaires réactionnels de cette voie de biosynthèse, l’acide quinolinique, est synthétisé de façon différente chez les procaryotes et chez les eucaryotes. Chez la plupart des eucaryotes, il est produit via la dégradation du L-tryptophane alors que chez les bactéries opportunistes et pathogènes ainsi que chez la plante, il est synthétisé à partir du L-aspartate sous l’action successive de deux enzymes : la L-aspartate oxydase (NadB) et la quinolinate synthase (NadA). Ceci fait de la quinolinate synthase et de la L-aspartate oxydase des cibles particulièrement attractives pour le développement de nouveaux antibactériens. Jusqu’à ce jour aucun inhibiteur de la quinolinate synthase n’a été mis en évidence aussi bien in vitro qu’in vivo. NadA est une métalloprotéine universelle à centre Fe4S4 essentiel pour son activité. Le mécanisme catalytique de la réaction catalysée par la quinolinate-synthase est encore mal compris ainsi que le rôle du centre FeS dans la catalyse. Comprendre le mécanisme de la réaction catalysée par la quinolinate synthase constitue ainsi un véritable défi en chimie biologique. Au cours du séminaire, nous précisons d’abord les différentes étapes de la voie de biosynthèse du NAD chez les eucaryotes et procaryotes avec un intérêt plus particulier pour l’étape dans laquelle intervient la quinolinate synthase NadA. Ensuite, nos travaux récents sur la quinolinate synthase sont abordés avec notamment l’utilisation d’une molécule comme sonde mécanistique de la réaction catalysée par NadA et comme potentiel nouvel agent antibactérien agissant selon un nouveau mode d’action.

Métalloprotéines : quel métal pour quelle fonction ? Illustration avec des modèles synthétiques dans le cas des enzymes à fer ou manganèse

Séminaire du 5 février 2013 : J.-M. Latour, laboratoire de Chimie et biologie des métaux, équipe de physicochimie des métaux en biologie, IRTSV/LCBM/PMB, CEA-Grenoble

14Plus d’un tiers des protéines utilisent un ion métallique pour assurer leur fonction et cet ion métallique peut avoir un rôle structural ou catalytique. Un des progrès les plus importants de la dernière décennie dans le domaine des métaux en biologie a concerné la découverte de machineries complexes et spécifiques du métal qui régulent l’homéostasie de chaque ion métallique au sein des cellules. Dans la même période et de façon paradoxale, plusieurs enzymes ont été découvertes qui peuvent fonctionner avec des métaux différents fer et/ou manganèse dans le même site actif : c’est le cas des phosphatases acides pourpres et des ribonucléotides réductases pour les enzymes à site actif binucléaire.

15La première partie de l’exposé a présenté la problématique liée à la dualité fer-manganèse à partir des propriétés spécifiques des deux métaux. Cette dualité a été développée dans le cas de plusieurs enzymes utilisant indifféremment les deux métaux au même site actif et une rationalisation de l’impact fonctionnel de la substitution fer-manganèse a été dégagée.

16Cette rationalisation a été illustrée dans les deux parties suivantes qui ont présenté les activités de complexes binucléaires synthétiques possédant des sites Fe2, FeMn ou Mn2. Dans un premier temps, l’activité des composés dans l’hydrolyse de fonctions d’esters de phosphates a été décrite et discutée en fonction des propriétés intrinsèques des métaux impliqués. Dans un deuxième temps, une présentation similaire de leurs réactivités avec le peroxyde d’hydrogène a montré les différences de comportement de chaque système. Pour conclure, les divers aspects de la substitution fer-manganèse qui ont été mis en évidence ont été replacés dans le contexte de situations de stress cellulaires à la lumière d’études récentes in vivo.

Mono-oxygénases à cuivre : l’union des cuivres fait-elle la force ?

Séminaire du 12 février 2013 : Marius Réglier, directeur de recherche au CNRS, université Aix-Marseille

17Bien que moins nombreuses, les enzymes à cuivre sont une alternative aux enzymes à fer dans de nombreuses voies biosynthétiques. Toutes les fonctions associées aux enzymes à fer se retrouvent dans les enzymes à cuivre : transfert d’électrons, transport et stockage du dioxygène, oxygénation et oxydation. Parmi celles-ci, les mono-oxygénases sont particulièrement intéressantes car elles interviennent dans des processus biologiques importants des mammifères. La tyrosinase (Ty) intervient dans la biosynthèse de la mélanine. Son dysfonctionnement est impliqué dans le mélanome métastatique. La dopamine beta-hydroxylase (DBH) et le peptidylglycine alpha-amidating hydroxylase (PHM) catalysent les étapes clés de la biosynthèse de neurotransmetteurs noradrénaline pour la DBH et neuropeptides amidés (ocytocine, neuropepide Y, …) pour la PHM. Pour compléter le tableau, on trouve également des mono-oxygénases chez bactéries méthanotrophes où elles oxydent le méthane en méthanol (méthane mono-oxygénase membranaire, pMMO) et chez les champignons (GH61) où elles catalysent l’oxydation de la cellulose.

18Pour activer le dioxygène et le rendre réactif, plusieurs « stratégies » sont déployées par la nature, stratégie : (i) à deux cuivres étroitement liés (dCuCu ≈ 3,6 Å) impliquant des entités peroxydiques de type μ – η22 pour la tyrosinase ; (ii) à deux cuivres éloignés l’un de l’autre (dCuCu > 11 Å) impliquant des entités hydroperoxydiques et/ou superoxydiques pour la DBH, la PHM et la pMMO, et (iii) à un seul cuivre pour la GH61. Ces différents points ont été abordés au cours du séminaire et replacés dans un contexte plus général de l’activation du dioxygène. Nous nous sommes tout particulièrement intéressés à la réactivité des différentes espèces réduites de l’oxygène associées au cuivre dans les enzymes et leurs modèles.

Dissociation de la molécule de diazote sur un atome de tantale de surface isolé : synthèse et mécanisme

Séminaire du 19 février 2013 : Elsje Alessandra Quadrelli, université de Lyon, Institut de catalyse de Lyon, C2P2, laboratoire de Chimie organométallique de surface (UMR5265 CNRS-CPE Lyon - UCBL1)

19La synthèse biochimique et industrielle de l’ammoniac repose sur la participation de plusieurs centres métalliques pour couper la liaison triple N ≡ N [1]. Cette coopération multimétallique est aussi la règle générale pour la coupure réductive du diazote par des systèmes moléculaires ou par des surfaces [1].

20Nous avons observé la coupure de N2 à 250 °C et pression atmosphérique par le dihydrogène sur des centres hydrures isolés de TaIII et TaV supportés sur silice, [(≡SiO)2TaIII-H] et [(≡SiO)2TaV-H3]. Le produit de la réaction est l’imido amido de TaV [(≡SiO)2Ta(=NH)(NH2)] [2]. La structure du produit de surface a été déterminée avec une précision à l’échelle atomique par spectroscopies infrarouge et RMN solide, marquage isotopique, EXAFS et calculs théoriques, et par comparaison avec le produit de réaction directe des hydrures de départ avec de l’ammoniac [3].

21Les intermédiaires de réaction mis en évidence par le suivi infrarouge in situ et une étude théorique par la fonctionnelle de la densité (DFT) ont révélé un mécanisme très différent de ceux établis précédemment pour les systèmes enzymatiques, moléculaires ou hétérogènes capables d’activer N2. L’adduit métallique dihydrogène y joue un rôle central en tant que source de proton et réservoir d’électrons. Un rôle moléculaire unique pour une molécule de dihydrogène supra-stœchiométrique est aussi proposé [4].

Références

22[1] (a) Nielsen A., Ammonia : Catalysis and Manufacture, Springer Verlag, Berlin (1995) ; (b) « Nitrogen Fixation Special Issue », Proc. Natl. Acad. Sci., États-Unis, 103 (2006). (c) Gambarotta S., Scott J., Angew. Chem. Int. Ed., 43, 5298 (2004).

[2] Avenier P., Taoufik M., Lesage A., Solans-Monfort X., Veyre L., Baudouin A., de Mallmann A., Eisenstein O., Basset J.-M., Emsley L., Quadrelli E.A., Science, 317, 1056 (2007).

[3] Avenier P., Taoufik M., Lesage A., Fiddy S., Veyre L., Baudouin A., de Mallmann A., Basset J.-M., Emsley L., Quadrelli E.A., J. Am. Chem. Soc., 129, 176 (2007).

[4] Solans-Monfort X., C. Chow, E. Gouré, Y. Kaya, M. Taoufik, J.-M. Basset, E.A. Quadrelli et O. Eisenstein, Inorg. Chem., 51, 7237-7249 (2012).

Biosynthèse de la nitrogénase : avancées et perspectives

Séminaire du 26 février 2013 : Luis M. Rubio, Professeur, Technical University of Madrid

23La nitrogénase, une enzyme bactérienne responsable de la fixation biologique de l’azote, a dans son site catalytique un ensemble complexe d’atomes de fer, de molybdène, de carbone et de soufre, appelé FeMo-co. La biosynthèse de ce cofacteur a lieu en dehors de l’enzyme et implique les activités d’un certain nombre de produits de gènes de fixation de l’azote (NIF). Les protéines Nif sont nécessaires pour fournir les constituants atomiques de FeMo-co et les échafaudages moléculaires d’assemblage du cofacteur pour faciliter le transfert des produits intermédiaires de biosynthèse de FeMo-co à la nitrogénase. Malgré cette apparente complexité, trois protéines, NifB, NifEN et NifH, participent à cette chimie. Ce constat a conduit à une simplification substantielle de la voie de biosynthèse de la nitrogénase, et à son intégration dans les plantes. Cet exposé a montré comment les progrès récents dans notre compréhension de la biosynthèse de la nitrogénase offrent de nouvelles perspectives sur cet objectif agronomique ambitieux.

Références

24[1] Rubio L.M. et Ludden P.W., « Biosynthesis of the iron-molybdenum cofactor of nitrogenase », Annu. Rev. Microbiol., 62, 93-111(2008).

[2] Curatti L et al., « In vitro synthesis of the iron-molybdenum cofactor of nitrogenase from iron, sulfur, molybdenum, and homocitrate using purified proteins », Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A., 104, 17626-17631(2007).

[3] Beatty P.H. and Good A.G., « Future prospects for cereals that fix nitrogen », Science, 333, 416-417 (2011).

Recherche

Travaux réalisés par l’équipe « Biocatalyse » (Grenoble) dirigée par M. Fontecave.

25L’équipe, intitulée « Biocatalyse », animée par Marc Fontecave, fait partie du laboratoire de Chimie et biologie des métaux (UMR Université Joseph Fourier-CEA-CNRS no 5249, directeur Stéphane Ménage) localisé sur le centre du CEA à Grenoble. Elle est constituée actuellement de neuf chercheurs et enseignants-chercheurs permanents (chercheurs CEA : V. Artero, M. Atta ; enseignant-chercheurs : M. Fontecave, C. Gerez ; chercheurs CNRS : E. Mulliez, S. Ollagnier-de-Choudens, F. Pierrel, M. Chavarot-Kerlidou, J. Willison) et de deux personnels ITA (N. Atta, J. Fize).
Étudiants en thèse : M. Bacchi, M.H. Chehade, A. Chan, T. Molle.
Post-Doc : P. Perche, E. Andreiadis, G. Berggren, U. Forsman, T. Simmons, P. Sindelar, B. Blanc.

26On peut résumer l’ensemble des activités de l’équipe au cours de l’année 2012-2013 selon les deux axes de recherche suivants.

A. Protéines fer-soufre : fonctions et maturation

(M. Fontecave, E. Mulliez, M. Atta, S. Ollagnier-de-Choudens, C. Gerez, T. Molle, P. Perche, G. Berggren, B. Blanc)

27La famille d’enzymes fer-soufre, appelée « Radical-SAM » (SAM pour S-adénosylméthionine), est impliquée dans un très grand nombre de voies métaboliques et de réactions de biosynthèse chez tous les organismes vivants. Tous ces systèmes procèdent par réductolyse de la SAM, médiée par le centre fer-soufre, formation du radical organique 5’-déoxyadénosyle (Ado°) et activation radicalaire du substrat à transformer (figure 1).

Figure 1 : Mécanisme général des enzymes « Radical-SAM »

Figure 1 : Mécanisme général des enzymes « Radical-SAM »
  • 1  S. M. Atta, S. Arragain, M. Fontecave, E. Mulliez, J.F. Hunt, J.D. Luff, F. Forouhar, Biochem. Bio (...)

28Nous nous intéressons plus particulièrement aux systèmes qui catalysent des modifications sélectives de macromolécules comme des ARNs de transfert ou des protéines. L’objectif est de comprendre les mécanismes radicalaires de ces réactions complexes et la base moléculaire et structurale de leur extrême sélectivité. Ce domaine a fait l’objet d’un article de revue en 20121.

  • 2  P. Perche-Letuvée, V. Kathirvelu, G. Berggren, M. Clemancey, J.-M. Latour, V. Maurel, T. Douki, J. (...)

29Nous étudions en particulier les trois systèmes enzymatiques suivants : (i) MiaB, qui catalyse une thiométhylation d’ARNs de transfert ; RimO, qui catalyse la thiométhylation d’une protéine ribosomale, la protéine S12 ; Tyw1, la 4-déméthylwyosine synthase, qui catalyse une modification complexe d’ARNS de transfert2. Ces systèmes ont la particularité de posséder deux clusters [4Fe-4S]. Le premier est utilisé pour activer la SAM, comme indiqué dans la figure 1. Nous avons proposé, sur la base d’études biochimiques, d’une part, et à partir de la structure cristallographique de RimO, d’autre part, que le second cluster est utilisé pour fixer et activer le second substrat (pyruvate dans le cas de Tyw1 et méthylthiolate dans le cas de MiaB et RimO) (figure 2).

Figure 2 : Thiométhylation d’un aspartate (D89) de la protéine ribosomale S12 par l’enzyme RimO

Figure 2 : Thiométhylation d’un aspartate (D89) de la protéine ribosomale S12 par l’enzyme RimO

RimO contient deux clusters [4Fe-4S], comme le montre la structure cristallographique à gauche.
À droite : site actif de RimO ; le premier cluster fixe la S-adénosylméthionine (SAM) et la transforme en radical 5’-désoxyadénosyle qui arrache un atome d’hydrogène sur le Cβ de la chaine latérale de D89 pour former un radical substrat intermédiaire. Le second cluster fixe le méthylthiolate (CH3S) et le transfère au radical.

30On sait depuis peu que les cellules disposent de machineries protéiques complexes pour la biosynthèse et l’assemblage des centres métalliques au sein de sites actifs d’enzymes. Certaines pathologies sont liées à des déficiences dans ces systèmes essentiels. L’étude de ces complexes protéiques et de leurs mécanismes d’action constituent un sujet prioritaire de l’équipe depuis plusieurs années.

  • 3  A.D. Tsaousis, E. Gentekaki, S. Ollagnier-de-Choudens, S. Long, D. Gaston, A. Stechmann, M. Fontec (...)
  • 4  F.B. Py, C. Gerez, S. Angelini, S. Ollagnier-de Choudens, D. Vinella, L. Loiseau, M. Fontecave, F. (...)

31Nous nous intéressons en particulier aux machineries protéiques complexes de biosynthèse des clusters fer-soufre, en particulier chez E. coli, qui comporte un système général d’assemblage des clusters, appelé ISC, ainsi qu’un système, appelé SUF, fonctionnel dans des conditions de stress (stress oxydant, carence en fer…). En effet les clusters sont facilement dégradés en présence d’oxygène, d’eau oxygénée et de radicaux oxygénés. Récemment, nous avons montré que le parasite anaérobie Blastocystis, pathogène eucaryote, s’est adapté en acquérant le système SUF pour pouvoir synthétiser des clusters fer-soufre en situation de stress oxydant3. D’autre part, il est maintenant bien établi qu’à côté des machineries ISC et SUF, il existe de nombreuses protéines d’assemblage associées qui contribuent à fournir au processus de biosynthèse des clusters fer-soufre des propriétés particulières. Nous avons par exemple découvert la protéine NfuA qui est capable de transporter un cluster [4Fe-4S] fourni par le système SUF pour maturer spécifiquement des enzymes fer-soufre essentielles du métabolisme, telles que l’aconitase (cycle de Krebs) et NuoG (une sous unité du complexe I de l’appareil respiratoire), en situation de stress oxydant. Cette capacité est liée à une structuration particulière en deux domaines, l’un pour fixer le cluster, l’autre pour fixer la cible protéique qui reçoit le cluster du premier domaine4.

  • 5  D. Vinella, L. Loiseau, S. Ollagnier de Choudens, M. Fontecave et F. Barras, Mol. Microbiol., 2013 (...)

32Enfin, nous étudions comment ces différents systèmes sont finement régulés, à travers la mise en œuvre de facteurs protéiques de transcription, comme les protéines IscR et NsrR, qui sont elles-mêmes des protéines fer-soufre5.

B. Nouveaux (photo)électrocatalyseurs pour la production et l’oxydation de l’hydrogène

(V. Artero, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, J. Fize, G. Berggren, T. Simmons, E. Andreiadis, M. Bacchi)

  • 6  V. Artero, M. Fontecave, Chem. Soc. Rev., 2013, 42, 2338-2356 ; T.R. Simmons, G. Berggren, M. Bacc (...)

33Le développement de « l’économie à hydrogène » nécessite en particulier la mise au point de nouveaux catalyseurs pour la production d’hydrogène par réduction de l’eau (électrolyse) et pour l’oxydation de l’hydrogène en eau (pile à combustible). En effet, le platine actuellement utilisé est coûteux et peu abondant. Les organismes vivants qui mettent en œuvre cette chimie utilisent des métallo-enzymes remarquablement efficaces, les hydrogénases, des métallo-enzymes à base de fer et de nickel. Le projet de recherche que nous développons depuis de nombreuses années consiste à inventer de nouveaux catalyseurs en nous inspirant des sites actifs de ces enzymes, à en évaluer les propriétés catalytiques pour l’électro-réduction des protons et à les utiliser dans des dispositifs pour des applications pratiques (nouvelles électrodes modifiées, nouvelles piles). La logique de cette approche bio-inspirée a été récemment expliquée dans une série d’articles de revue6.

  • 7  A. Bhattacharjee, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Inorg. Chem., 2012, 5 (...)
  • 8  E.S. Andreiadis, P.-A. Jacques, P.D. Tran, A. Leyris, M. Chavarot-Kerlidou, B. Jousselme, M. Mathe (...)

34Les catalyseurs les plus étudiés actuellement au laboratoire sont les complexes de cobalt (cobaloximes, di-imine-di-oxime de cobalt) (figure 3)7. Ces catalyseurs moléculaires sont exploités comme électrocatalyseurs, en solution ou greffés sur des nanotubes de carbone, ces derniers leur conférant une plus grande stabilité et améliorant leurs propriétés catalytiques (faibles surtensions par exemple)8. Ces nanomatériaux catalytiques fournissent des matériaux d’électrodes très intéressants pour le développement d’électrolyseurs.

Figure 3 : Catalyseurs de réduction de l’eau en hydrogène à base de cobalt

Figure 3 : Catalyseurs de réduction de l’eau en hydrogène à base de cobalt

La di-imine di-oxime de cobalt peut être greffée sur des nanotubes de carbone (en bas).

  • 9  S. Cobo, J. Heidkamp, P.-A. Jacques, J. Fize, V. Fourmond, L. Guetaz, B. Jousselme, R. Salazar, V. (...)

35Nous avons récemment montré qu’il était possible de déposer sur une électrode, par électro-réduction de sels de cobalt en tampon phosphate, un matériau à base de cobalt possédant des propriétés électro-catalytiques tout à fait intéressantes pour la réduction de l’eau en hydrogène. Ceci peut constituer une cathode simple à préparer et performante9.

  • 10  G. Berggren, A. Adamska, C. Lambertz, T. Simmons, J. Esselborn, M. Atta, S. Gambarelli, J-M. Moues (...)

36Plus récemment, nous avons démarré un projet consistant à mettre au point des hydrogénases artificielles. Il s’agit ici de créer un système hybride qui est constitué d’une protéine et d’un catalyseur biomimétique de synthèse. Ce dernier, de la famille des clusters binucléaires de fer, est un modèle du site actif des hydrogénases et son insertion dans une cavité protéique, par exemple la protéine HydF utilisée dans ce travail, peut lui conférer des propriétés catalytiques intéressantes pour la réduction de l’eau en hydrogène (figure 4). Le premier résultat remarquable de ce travail est l’obtention et la caractérisation d’un tel hybride. Le second résultat est que cet hybride a l’étonnante propriété de faciliter l’incorporation du complexe biomimétique dans une apo-hydrogénase (apoHydA). Avec l’un des complexes, l’hydrogénase reconstituée possède des activités enzymatiques comparables à l’enzyme naturelle. Les applications de ce travail sont nombreuses : étude de la maturation et caractérisation du site actif des hydrogénases, « invention » d’hydrogénases non naturelles, criblage simplifié d’hydrogénases issues de la biodiversité, mise au point d’hydrogénases artificielles. Ce travail a fait l’objet de deux articles à Nature et Nature Chemical Biology en 201310.

Figure 4

Figure 4

Une métalloprotéine hybride (structure centrale) peut être construite à partir de la protéine HydF et d’un complexe biomimétique de synthèse (1-3) et être utilisée pour incorporer le complexe de synthèse (structure à gauche) dans une apo-hydrogénase (HydA) pour donner une hydrogénase active (à droite), dans le cas ou x = NH.

Autres travaux

Travaux réalisés par le laboratoire de Chimie des processus biologiques dirigé par M. Fontecave (Collège de France).

37Le laboratoire, actuellement FRE3488, unité mixte Collège de France-CNRS a été créé au 1er janvier 2012. Il est constitué actuellement de neuf chercheurs et enseignant-chercheurs permanents (enseignant-chercheur : M. Fontecave ; chercheurs CNRS : C. Mellot-Drazniek, B. Golinelli, M. Lombard, D. Hamdane ; ingénieurs de recherche CNRS : Y. Xu-Li, P. Simon ; ingénieur d’études Collège de France : M. Smadja ; technicien administratif : B. Lehoux).
Étudiants en thèses : N. Elgrishi, J.P. Porcher, A. Ismail, L. Gonzales
Post-Doc : E. Andreiadis, L. Pecqueur, M. Chambers

38On peut résumer l’ensemble des activités de l’équipe au cours des années 2012-2013 selon les trois axes de recherche suivants :

A. Étude des enzymes de modification des ARNs

(D. Hamdane, B. Golinelli, M. Fontecave, L. Pecqueur)

39Il s’agit de comprendre, à travers des études mécanistiques et la détermination de structures tridimensionnelles enzyme-substrat(ARNt), comment ces enzymes procèdent pour des transformations chimiques parfois fascinantes et accèdent à une très grande sélectivité. Par ailleurs, certaines de ces modifications jouent des rôles physiologiques importants et ces projets ont des implications dans le domaine de la santé.

40Pour ce faire, nous avons mis en place une place au Collège de France une plateforme de cristallisation de protéines où :

a) B. Golinelli étudie la RNase Y, une endonucléase agissant sur l’ARNm chez B. subtilis, en collaboration avec Harald Putzer, IBPC, Paris (financement ANR obtenu en 2011). La RNase Y est probablement l’une des enzymes clés qui dirigent le métabolisme des ARN chez B. subtilis et de nombreuses autres espèces à Gram positif pathogènes tels que Listeria, Staphylococcus aureus, Streptococcus ou B. anthracis. Comme elle est essentielle, la RNase Y est une cible potentielle pour le design de nouveaux médicaments anti-microbiaux.

  • 11  D. Hamdane, M. Argentini, D. Cornu, B. Golinelli-Pimpaneau, M. Fontecave, J. Am. Chem. Soc., 2012, (...)

b) Nous étudions également une nouvelle classe d’enzymes de méthylation d’ARNt utilisant le méthylène-tétrahydrofolate comme donneur de méthylène et la flavine (FAD) comme agent réducteur. Des études mécanistiques très récentes du laboratoire sur l’enzyme TrmFO ont démontré une utilisation très originale, jamais observée auparavant, de la flavine dans le transfert de méthyle11. En effet l’enzyme stabilise une adduit protéine-FAD dans lequel un méthylène est lié d’un côté au N5 de la flavine et de l’autre côté au soufre d’une cystéine du site actif (figure 5). Cet adduit réagit avec l’ARNt substrat pour le méthyler.

Figure 5 : Réaction catalysée par TrmFO

Figure 5 : Réaction catalysée par TrmFO

L’adduit TrmFO-CH2-FAD est responsable de la méthylation de l’uridine.

B. Étude des enzymes de la biosynthèse de l’ubiquinone

(M. Lombard, B. Golinelli, C. Mellot-Drazniek, M. Smadja, A. Ismael, L. Gonzales, L. Pecqueur)

41Le nouveau projet que nous développons au Collège de France concerne l’enzymologie de la biosynthèse de l’ubiquinone ou coenzyme Q (Q sur la figure 6) en utilisant le modèle bactérien Escherichia coli ainsi qu’un modèle eucaryote, la levure. Ce projet s’appuie sur une collaboration avec F. Barras (CNRS Marseille), microbiologiste, spécialiste de la génétique d’E. coli, et F. Pierrel, CR CNRS à Grenoble, qui développe des approches génétiques sur le modèle levure. Ceci est pertinent car il y a une très grande conservation de la biosynthèse du coenzyme Q (notamment entre la levure et l’homme, et en partie avec E. coli). De façon étonnante, on sait encore très peu de choses sur cette voie de biosynthèse, aussi bien chez les bactéries que chez les eucaryotes. Une dizaine de gènes sont impliqués et leurs produits, parfois membranaires, agissent semble-t-il au sein d’un complexe multiprotéique qu’il reste à définir et caractériser, pour réaliser des réactions d’hydroxylation aromatique, de méthylation, de décarboxylation et de désamination sur le même noyau aromatique du 4-hydroxybenzoate (4-HB) ou du 4-aminobenzoate, les précurseurs. Il a été montré très récemment que des pathologies humaines (maladies génétiques) sont associées à des mutations dans certains de ces gènes. Les enzymes identifiées (certaines sont des métalloenzymes, d’autres des flavoprotéines) des différentes étapes biosynthétiques rédox, qui nous intéressent, ont été très rarement isolées et étudiées, sur le plan fonctionnel, mécanistique et structural. Certaines étapes sont encore orphelines (on ne connait pas le gène et l’enzyme correspondantes). Enfin, certains gènes connus pour être essentiels pour la biosynthèse de l’ubiquinone n’ont pas de fonctions connues (ou ont des fonctions incorrectement attribuées). Sur la figure 6 est représentée la voie de biosynthèse de l’ubiquinone chez E. coli (ubi) et la levure (coq).

Figure 6 : Biosynthèse de l’ubiquinone

Figure 6 : Biosynthèse de l’ubiquinone

42Les premiers résultats concernent :

  • 12  L.X. Xie, M. Ozeir, J.Y. Tang, J.Y. Chen, S. Kieffer-Jaquinod, M. Fontecave, C.F. Clarke, F. Pierr (...)

– l’étude de la protéine Coq8, chez la levure, qui possède une activité kinase dont la fonction est de stabiliser le complexe multi-protéique de biosynthèse de l’ubiquinone12 ;

  • 13  M. Hajj Chehade, L. Loiseau, M. Lombard, L. Pecqueur, A. Ismail, M. Smadja, B. Golinelli-Pimpaneau (...)

– la découverte et l’étude d’un nouveau gène essentiel (VisC appelé UbiI) pour la biosynthèse de l’ubiquinone chez E. coli. La protéine correspondante a été identifiée comme une mono-oxygénase, de la famille des mono-oxygénases à flavine, responsable de l’hydroxylation du noyau aromatique en C5. La protéine a pu être cristallisée13. VisC/UbiI est la première protéine dont la structure tridimensionnelle a été obtenue sur la plate-forme de cristallographie du Collège de France (figure 7). L’étude du site actif par les techniques de modélisation moléculaire a permis de déterminer la structure du site flavinique (FAD) (figure 7).

Figure 7 : Structure cristallographique de VisC/UbiI (A : structure du tétramère, B : site de fixation potentiel du FAD dans la protéine)

Figure 7 : Structure cristallographique de VisC/UbiI (A : structure du tétramère, B : site de fixation potentiel du FAD dans la protéine)

C. Photosynthèse artificielle : étude de catalyseurs moléculaires et matériaux catalytiques pour la décomposition de l’eau et la réduction du CO2

(Y. Xu-Li, P. Simon, N. Elgrishi, J.P. Porcher)

  • 14  T. Faunce S. Styring, M.R. Wasielewski, G.W. Brudvig, A.W. Rutherford, J. Messinger, A.F. Lee, C.L (...)

43L’autre grand projet nouveau démarré avec la création du laboratoire concerne la mise au point de systèmes de stockage des énergies renouvelables (solaire en particulier)14. Cela passe par la mise au point de catalyseurs moléculaires ou solides pour la réduction de l’eau ou du CO2 et pour l’oxydation de l’eau.

  • 15  W. Hamd, S. Cobo, J. Fize, G. Baldinozzi, W. Schwartz, M. Reymermier, A. Pereira, M. Fontecave, V. (...)
  • 16  W. Hamd, M. Chavarot-Kerlidou, J. Fize, G. Muller, A. Leyris, M. Matheron, E. Courtin, M. Fontecav (...)

44En collaboration avec l’équipe de C. Sanchez au Collège de France, nous élaborons de nouveaux matériaux nano-structurés à base notamment d’oxydes de fer, utilisés comme semi-conducteurs, pour mettre au point des photoanodes pour l’oxydation de l’eau15. Nous élaborons également des surfaces conductrices d’électrodes nano-structurées sur lesquelles nous pouvons greffer des photo-sensibilisateurs pour réaliser des photo-électrodes16.

  • 17  C.H. Hendon, D. Tiana, M. Fontecave, C. Sanchez, L. D’arras, C. Sassoye, L. Rozes, C. Mellot-Drazn (...)

45Toujours en collaboration avec l’équipe de C. Sanchez, nous essayons également d’utiliser la multifonctionnalité des polymères de coordination (ou MOF : Metal Organic Frameworks) pour créer des matériaux photo-catalytiques originaux. Le premier résultat remarquable réside dans la découverte de la possibilité de contrôler la valeur du band gap de MOFs à base de titane, de type MIL-125, donc de les utiliser comme semi-conducteurs absorbant la lumière visible17. Ce résultat a pu être obtenu grâce à une approche originale combinant conception in silico/synthèse ciblée.

  • 18  N. Elgrishi, V. Artero, M. Fontecave, L’Actualité Chimique, 2013, 371-372, 95-100.

46Enfin, nous démarrons l’étude de complexes moléculaires bio-inspirés pour l’électro-réduction et la photo-réduction du CO2. Il s’agit en particulier de synthétiser des complexes di-thiolènes du molybdène et du tungstène, qui miment le site actif des formiate-déshydrogénases18. Nous étudions également des complexes du cobalt et du nickel, plus simples, utilisant des ligands poly-pyridiniques.

Publications

47« The methylthiolation reaction mediated by the Radical-SAM enzymes », M. Atta, S. Arragain, M. Fontecave, E. Mulliez, J.F. Hunt, J.D. Luff, F. Forouhar, Biochem. Biophys. Acta, 2012, 1824, 1223-1230.

« Combined experimental-theoretical characterization of the hydrido-cobaloxime [HCo(dmgH)2(PnBu3)] », A. Bhattacharjee, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Inorg. Chem., 2012, 51, 7087-93.

« Phosphine coordination to cobalt diimine-dioxime catalysts increases stability during light-driven H2 production », P. Zhang, P.-A. Jacques, M. Chavarot-Kerlidou, M. Wang, L. Sun, M. Fontecave, V. Artero, Inorg. Chem., 2012, 51, 2115-2120.

« Molecular organisation, biochemical function, cellular role and evolution of NfuA, an atypical Fe-S carrier », B. Py, C. Gerez, S. Angelini, R. Planel, D. Vinella, L. Loiseau, E. Talla, C. Brochier-Armanet, R. Garcia-Serres, J.M. Latour, S. Ollagnier-de Choudens, M. Fontecave, F. Barras, Mol. Microbiol., 2012, 86, 155-171.

« Evolution of Fe-S cluster biogenesis in the anaerobic parasite Blastocystis », A.D. Tsaousis, S. Ollagnier-de-Choudens, E. Gentekaki, S. Long, D. Gaston, A. Stechmann, M. Fontecave, B. Py, F. Barras, J. Lukeš, A.J. Roger, Proc. Natl. Acad. Sci., 2012, 109,10426-31.

« A Janus cobalt-based catalytic material for electro-splitting of water », S. Cobo, J. Heidkamp, P.-A. Jacques, J. Fize, V. Fourmond, L. Guetaz, B. Jousselme, R. Salazar, V. Ivanova, H. Dau, S. Palacin, M. Fontecave, V. Artero, Nature Materials, 2012, 11, 802-808.

« Over-expression of the Coq8 kinase in Saccharomyces cerevisiae coq null mutants allows for accumulation of diagnostic intermediates of the Coenzyme Q6 biosynthetic pathway », L.X. Xie, M. Ozeir, J.Y. Tang, J.Y. Chen, S. Kieffer-Jaquinod, M. Fontecave, C.F. Clarke, F. Pierrel, J. Biol. Chem. 2012, 287, 23571-81.

« 4-demethylwyosine synthase from Pyrococcus abyssi is a Radical-SAM enzyme with an additional [4Fe-4S]+2 cluster which interacts with the pyruvate co-substrate », P. Perche-Letuvée, V. Kathirvelu, G. Berggren, M. Clemancey, J.-M. Latour, V. Maurel, T. Douki, J. Armengaud, E. Mulliez, M. Fontecave, R. Garcia-Serres, S. Gambarelli, M. Atta, J. Biol. Chem. 2012, 287, 41174-41185.

« Mesoporous α-Fe2O3 Thin Films Synthesized via the Sol-gel Process for Light-driven Water Oxidation », W. Hamd, S. Cobo, J. Fize, G. Baldinozzi, W. Schwartz, M. Reymermier, A. Pereira, M. Fontecave, V. Artero, C. Laberty-Robert, C. Sanchez, Phys. Chem. Chem. Phys., 2012, 14, 13224-13232.

« Flavin conjugates for delivery of peptide nucleic acids », F. Marlin, P. Simon, S. Bonneau, P. Alberti, C. Cordier, C. Boix, L. Perrouault, A. Fossey, T. Saison-Behmoaras, M. Fontecave, C. Giovannageli, Chem. Bio. Chem., 2012, 13, 2593-2598.

« FAD/Folate-Dependent tRNA Methyltransferase : Flavin as a new methyl-tranfer agent », D. Hamdane, M. Argentini, D. Cornu, B. Golinelli-Pimpaneau, M. Fontecave, J. Am. Chem. Soc., 2012, 134, 19739-19745.

« Two Fe-S clusters catalyze sulfur insertion by radical-SAM methylthiotransferases », F. Forouhar, S. Arragain, M. Atta, S. Gambarelli, J.-M. Mouesca, M. Hussain, R. Xiao, S. Kieffer-Jaquinod, J. Seetharaman, T.B. Acton, G.T. Montelione, E. Mulliez, J.F. Hunt, M. Fontecave, Nature Chemical Biology, 2013, 9, 333-338.

« Molecular Engineering of a Cobalt-based Electrocatalytic Nano-Material for H2 Evolution under Fully Aqueous Conditions », E.S. Andreiadis, P.-A. Jacques, P.D. Tran, A. Leyris, M. Chavarot-Kerlidou, B. Jousselme, M. Matheron, J. Pécaut, S. Palacin, M. Fontecave, V. Artero, Nature Chemistry, 2013, 5, 48-53.

« In vivo [Fe-S] cluster acquisition by IscR and NsrR, two stress regulators in Escherichia coli », D. Vinella, L. Loiseau, S. Ollagnier de Choudens, M. Fontecave and F. Barras, Mol. Microbiol., 2013, 87, 493-508.

« Solar fuels generation and molecular systems: Is it homogeneous or heterogeneous catalysis ?  », V. Artero, M. Fontecave, Chem. Soc. Rev., 2013, 42, 2338-2356.

« Catalytic hydrogen production by Ni-Ru mimic of NiFe hydrogenases involves a proton-coupled electron transfer step », S. Canaguier, V. Fourmond, C. Perotto, J. Fize, J. Pécaut, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Chem. Commun., 2013, 49, 5004-5006.

« Biomimetic assembly and activation of [FeFe]-hydrogenases », G. Berggren, A. Adamska, C. Lambertz, T. Simmons, J. Esselborn, M. Atta, S. Gambarelli, J-M. Mouesca, E. Reijerse, W. Lubitz, T. Happe, V. Artero, M. Fontecave, Nature, 2013, 499, 66-70.

« Artificial Photosynthesis as a Frontier Technology for Energy Sustainability », T. Faunce S. Styring, M.R. Wasielewski, G.W. Brudvig, A.W. Rutherford, J. Messinger, A.F. Lee, C.L. Hill, H. deGroot, M. Fontecave, D.R. MacFarlane, B. Hankamer, D.G. Nocera, D.M. Tiede, H. Dau, W. Hillier, L. Wang, En. Env. Sci., 2013, 6, 1074-1076.

« Dye-Sensitized Nanostructured Crystalline Mesoporous Tin-doped Indium Oxide Films with Tunable Thickness for Photoelectrochemical Applications », W. Hamd, M. Chavarot-Kerlidou, J. Fize, G. Muller, A. Leyris, M. Matheron, E. Courtin, M. Fontecave, C. Sanchez, V. Artero, C. Laberty-Robert, J. Mater. Chem. A, 2013, 1, 8217-8225.

« UbiI, a new gene in Escherichia coli Coenzyme Q biosynthesis, is involved in aerobic C5-hydroxylation », M. Hajj Chehade, L. Loiseau, M. Lombard, L. Pecqueur, A. Ismail, M. Smadja, B. Golinelli-Pimpaneau, C. Mellot-Draznieks, O. Hamelin, L. Aussel, S. Kieffer-Jaquinod, N. Labessan, F. Barras, M. Fontecave, F. Pierrel, J. Biol. Chem. 2013, 288, 20085-20092.

« A computational study of the mechanisms of hydrogen evolution by diimine-dioxime cobalt catalysts », A. Bhattacharjee, E.S. Andréiadis, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Chem. Eur. J., 2013 (sous presse).

« Spontaneous activation of [FeFe]-hydrogenases by an inorganic [2Fe] active site mimic », J. Esselborn, C. Lambertz, A. Adamska, T. Simmons, G. Berggren, J. Noth, J. Siebel, A. Hemschemeier, V. Artero, E. Reijerse, M. Fontecave, W. Lubitz, T. Happe, Nature Chemical Biology (sous presse).

« Hydrogen Catalysis : from hydrogenases to biomimetics and back again », T.R. Simmons, G. Berggren, M. Bacchi, M. Fontecave, V. Artero, Coord. Chem. Rev., 2013 (soumis).

« Engineering the Optical Response of the Titanium-MIL-125 Metal−Organic Framework through Ligand Functionalization », C.H. Hendon, D. Tiana, M. Fontecave, C. Sanchez, L. D’arras, C. Sassoye, L. Rozes, C. Mellot-Draznieks, A. Walsh, J. Am. Chem. Soc., 2013, 135, 10942-10945.

« Activation du dioxyde de carbone : enzymes, catalyseurs bioinspirés et photosynthèse artificielle », N. Elgrishi, V. Artero, M. Fontecave, L’Actualité chimique, 2013, 371-372, 95-100.

Autres activités

Conférences et séminaires invités

48« Chimie et défis énergétiques du xxie siècle : des carburants à partir d’eau et de soleil », Institut de Chimie de Rennes (5 janvier 2012).

« La photosynthèse artificielle : des carburants à partir d’eau et de soleil », Conférence Chimie Paris Tech, Paris (10 janvier 2012).

« À la frontière de la chimie et de la biologie : biocatalyse et catalyse bioinspirée », Colloque « Chimie et nature », Maison de la Chimie, Paris (25 janvier 2012).

« De l’ARN à l’ADN : une histoire « radicale » de l’évolution », Conférence pour l’école de l’INSERM Liliane Bettencourt, Centre international d’études pédagogiques, Sèvres (1er février 2012).

« Biocatalyse radicalaire et modification sélective des protéines et des ARNs de transfert », RECOB 14, Aussois (18-22 mars 2012).

« Des hydrogénases aux nanocatalyseurs pour l’hydrogène », Symposium « Perspectives en chimie moléculaire », Grenoble (26 avril 2012).

« Chimie bioinspirée et hydrogène : des hydrogénases aux nanocatalyseurs bioinspirés », Société chimique de France, Lyon (8 juin 2012).

« Radical substrate activation with two iron-sulfur clusters », Gordon Research Conference « Iron-Sulfur Enzymes » à South Hadley, États-Unis (10-15 juin 2012).

« From metalloenzymes to catalysts: the case of hydrogenases », International Symposium in Homogeneous Catalysis 18, Toulouse (8-13 juillet 2012).

« Chimie bioinspirée et photosynthèse artificielle : des hydrogénases aux catalyseurs de production/oxydation d’hydrogène », Colloque « De la recherche à l’enseignement », Chimie Paris Tech, Paris (8 septembre 2012).

« Chimie et défis énergétiques du xxie siècle : des carburants à partir d’eau et de soleil », Institut de chimie des substances naturelles, Gif-sur-Yvette, France (20 septembre 2012).

« Lessons from Nature: highly selective radical-based chemistry in metabolic and biosynthetic pathways », Symposium – Médaille d’Argent d’Ivan Huc, Bordeaux (27 septembre 2012).

« Fer et Soufre, un mélange bioinorganique radical », Conférence Jean Perrin, 13e Journées francophones des jeunes physico-chimistes, Dinard (16 octobre 2012).

« Artificial photosynthesis: Cobalt for water splitting », Closing Symposium, Blaise Pascal International Chair, Orsay (20 novembre 2012).

« Chimie et défis énergétiques du xxie siècle : des carburants à partir de l’eau et du soleil », Université InterAge du Dauphiné, Grenoble (23 novembre 2012).

« À la frontière de la chimie et de la biologie : biocatalyse et catalyse bioinspirée », Conférence d’ouverture du Collège Belgique, Académie Royale de Belgique, Bruxelles, Belgique (24 janvier 2013).

« Bio-mimétisme et bio-inspiration : principes et exemples », Cité des sciences et de l’industrie, Paris (13 février 2013).

« Biohybrid and bioinspired catalysts for hydrogen production », Third Multifunctional, Hybrid and Nanomaterials Conference (Hybrid Materials 2013), Sorrente, Italie (4-7 mars 2013).

« À la frontière de la chimie et de la biologie : enzymes, métallo-enzymes et catalyseurs bio-inspirés », Séminaires Paris Rive-Gauche de l’UFR de Chimie de Paris-Diderot, Paris (8 avril 2013).

« Radical substrate activation with two iron-sulfur clusters : tRNA and protein sulfuration », Northwestern University, Chicago, États-Unis (15 avril 2013).

« Bioinspired catalysts, biohybrids and artificial hydrogenases for hydrogen production », CSE Colloqium, Argonne, États-Unis (16 avril 2013).

« Hydrogenases and bioinspired catalysts for hydrogen production », Université de Chicago, Département de Chimie, États-Unis (18 avril 2013).

« Chimie et défis énergétiques du xxie siècle : des carburants à partir d’eau et de soleil » JIREC, Marne la Vallée (21-24 mai 2013).

« Chimie et défis énergétiques du xxie siècle : des carburants à partir de l’eau et du soleil », Conférence à l’Espace des sciences, Rennes (28 mai 2013).

« La chimie biomimétique au service des biotechnologies : l’activation des hydrogénases », Journée du LABEX Arcane, Grenoble (20 juin 2013).

« Water splitting with Cobalt: towards artificial photosynthesis », École d’été du LABEX Chemisyst, Alès (3-6 juillet 2013).

« Activation de CO2: des enzymes aux catalyseurs bio-inspirés », Symposium « CO2 : déchet ou molécule valorisable ? », CNRS Paris (9 juillet 2013).

« Hydrogenases and bioinspired catalysts for hydrogen production », 12th International Symposium on Bioinorganic Chemistry, Wrocław, Pologne (28 aout-1er septembre 2013).

« Water splitting with cobalt: towards artificial photosynthesis », XIe European Congress on Catalysis Europacat, Lyon (1er-6 septembre 2013).

Direction de thèses

49Mohammad Ozeir (29/10/2012, directeur : Marc Fontecave ; co-directeur : Fabien Pierrel) : « Étude de la voie de biosynthèse du coenzyme Q6 chez Saccharomyces cerevisiae ».

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Notes

1  S. M. Atta, S. Arragain, M. Fontecave, E. Mulliez, J.F. Hunt, J.D. Luff, F. Forouhar, Biochem. Biophys. Acta, 2012, 1824, 1223-1230.

2  P. Perche-Letuvée, V. Kathirvelu, G. Berggren, M. Clemancey, J.-M. Latour, V. Maurel, T. Douki, J. Armengaud, E. Mulliez, M. Fontecave, R. Garcia-Serres, S. Gambarelli, M. Atta, J. Biol. Chem., 2012, 287, 41174-41185 ; F. Forouhar, S. Arragain, M. Atta, S. Gambarelli, J.-M. Mouesca, M. Hussain, R. Xiao, S. Kieffer-Jaquinod, J. Seetharaman, T.B. Acton, G.T. Montelione, E. Mulliez, J.F. Hunt, M. Fontecave, Nature Chemical Biology, 2013, 9, 333-338.

3  A.D. Tsaousis, E. Gentekaki, S. Ollagnier-de-Choudens, S. Long, D. Gaston, A. Stechmann, M. Fontecave, B. Py, F. Barras, J. Lukeš, A.J. Roger, Proc. Natl. Acad. Sci., 2012, 109, 10426-31.

4  F.B. Py, C. Gerez, S. Angelini, S. Ollagnier-de Choudens, D. Vinella, L. Loiseau, M. Fontecave, F. Barras, Mol. Microbiol., 2012, 86, 155-171.

5  D. Vinella, L. Loiseau, S. Ollagnier de Choudens, M. Fontecave et F. Barras, Mol. Microbiol., 2013, 87, 493-508.

6  V. Artero, M. Fontecave, Chem. Soc. Rev., 2013, 42, 2338-2356 ; T.R. Simmons, G. Berggren, M. Bacchi, M. Fontecave, V. Artero, Coord. Chem. Rev., 2013 (soumis).

7  A. Bhattacharjee, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Inorg. Chem., 2012, 51, 7087-93 ; P. Zhang, P.-A. Jacques, M. Chavarot-Kerlidou, M. Wang, L. Sun, M. Fontecave, V. Artero, Inorg. Chem., 2012, 51, 2115-2120 ; A. Bhattacharjee, E.S. Andréiadis, M. Chavarot-Kerlidou, M. Fontecave, M.J. Field, V. Artero, Chem. Eur. J., 2013 (sous presse).

8  E.S. Andreiadis, P.-A. Jacques, P.D. Tran, A. Leyris, M. Chavarot-Kerlidou, B. Jousselme, M. Matheron, J. Pécaut, S. Palacin, M. Fontecave, V. Artero, Nature Chemistry, 2013, 5, 48-53.

9  S. Cobo, J. Heidkamp, P.-A. Jacques, J. Fize, V. Fourmond, L. Guetaz, B. Jousselme, R. Salazar, V. Ivanova, H. Dau, S. Palacin, M. Fontecave, V. Artero, Nature Materials, 2012, 11, 802-808.

10  G. Berggren, A. Adamska, C. Lambertz, T. Simmons, J. Esselborn, M. Atta, S. Gambarelli, J-M. Mouesca, E. Reijerse, W. Lubitz, T. Happe, V. Artero, M. Fontecave, Nature, 2013, 499, 66-70 ; J. Esselborn, C. Lambertz, A. Adamska, T. Simmons, G. Berggren, J. Noth, J. Siebel, A. Hemschemeier, V. Artero, E. Reijerse, M. Fontecave, W. Lubitz, T. Happe, Nature Chemical Biology (sous presse).

11  D. Hamdane, M. Argentini, D. Cornu, B. Golinelli-Pimpaneau, M. Fontecave, J. Am. Chem. Soc., 2012, 134, 19739-19745.

12  L.X. Xie, M. Ozeir, J.Y. Tang, J.Y. Chen, S. Kieffer-Jaquinod, M. Fontecave, C.F. Clarke, F. Pierrel, J. Biol. Chem., 2012, 287, 23571-81.

13  M. Hajj Chehade, L. Loiseau, M. Lombard, L. Pecqueur, A. Ismail, M. Smadja, B. Golinelli-Pimpaneau, C. Mellot-Draznieks, O. Hamelin, L. Aussel, S. Kieffer-Jaquinod, N. Labessan, F. Barras, M. Fontecave, F. Pierrel., J. Biol. Chem., 2013, 288, 20085-20092.

14  T. Faunce S. Styring, M.R. Wasielewski, G.W. Brudvig, A.W. Rutherford, J. Messinger, A.F. Lee, C.L. Hill, H. deGroot, M. Fontecave, D.R. MacFarlane, B. Hankamer, D.G. Nocera, D.M. Tiede, H. Dau, W. Hillier, L. Wang, En. Env. Sci., 2013, 6, 1074-1076.

15  W. Hamd, S. Cobo, J. Fize, G. Baldinozzi, W. Schwartz, M. Reymermier, A. Pereira, M. Fontecave, V. Artero, C. Laberty-Robert, C. Sanchez, Phys. Chem. Chem. Phys., 2012, 14, 13224-13232.

16  W. Hamd, M. Chavarot-Kerlidou, J. Fize, G. Muller, A. Leyris, M. Matheron, E. Courtin, M. Fontecave, C. Sanchez, V. Artero, C. Laberty-Robert, J. Mater. Chem. A, 2013, 1, 8217-8225.

17  C.H. Hendon, D. Tiana, M. Fontecave, C. Sanchez, L. D’arras, C. Sassoye, L. Rozes, C. Mellot-Draznieks, A. Walsh, J. Am. Chem. Soc., 2013, 135, 10942-10945.

18  N. Elgrishi, V. Artero, M. Fontecave, L’Actualité Chimique, 2013, 371-372, 95-100.

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Table des illustrations

Titre Figure 1 : Mécanisme général des enzymes « Radical-SAM »
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-1.jpg
Fichier image/jpeg, 88k
Titre Figure 2 : Thiométhylation d’un aspartate (D89) de la protéine ribosomale S12 par l’enzyme RimO
Légende RimO contient deux clusters [4Fe-4S], comme le montre la structure cristallographique à gauche. À droite : site actif de RimO ; le premier cluster fixe la S-adénosylméthionine (SAM) et la transforme en radical 5’-désoxyadénosyle qui arrache un atome d’hydrogène sur le Cβ de la chaine latérale de D89 pour former un radical substrat intermédiaire. Le second cluster fixe le méthylthiolate (CH3S) et le transfère au radical.
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-2.jpg
Fichier image/jpeg, 168k
Titre Figure 3 : Catalyseurs de réduction de l’eau en hydrogène à base de cobalt
Légende La di-imine di-oxime de cobalt peut être greffée sur des nanotubes de carbone (en bas).
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-3.jpg
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Titre Figure 4
Légende Une métalloprotéine hybride (structure centrale) peut être construite à partir de la protéine HydF et d’un complexe biomimétique de synthèse (1-3) et être utilisée pour incorporer le complexe de synthèse (structure à gauche) dans une apo-hydrogénase (HydA) pour donner une hydrogénase active (à droite), dans le cas ou x = NH.
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-4.jpg
Fichier image/jpeg, 88k
Titre Figure 5 : Réaction catalysée par TrmFO
Légende L’adduit TrmFO-CH2-FAD est responsable de la méthylation de l’uridine.
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-5.jpg
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Titre Figure 6 : Biosynthèse de l’ubiquinone
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-6.jpg
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Titre Figure 7 : Structure cristallographique de VisC/UbiI (A : structure du tétramère, B : site de fixation potentiel du FAD dans la protéine)
URL http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/docannexe/image/2376/img-7.jpg
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Pour citer cet article

Référence papier

Cours et travaux du Collège de France. Annuaire 113e année, Collège de France, Paris, avril 2014, p. 251-271. ISBN 978-2-7226-0329-5

Référence électronique

Marc Fontecave, « Chimie des processus biologiques », L’annuaire du Collège de France [En ligne], 113 | 2014, mis en ligne le 15 août 2014, consulté le 20 février 2018. URL : http://journals.openedition.org/annuaire-cdf/2376

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Auteur

Marc Fontecave

Professeur au Collège de France

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Droits d’auteur

Collège de France

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