Responsable : Marie-Hélène Verlhac

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Formation des MTOCs acentriolaires durant la croissance folliculaire

1Les erreurs d’organisation des fuseaux méiotiques induisent des aneuploïdies, à l’origine de maladies génétiques, de nombreux cancers, voire sont incompatibles avec le développement embryonnaire. Nous avons identifié des modes d’assemblage et de positionnement dominants dans les ovocytes et qui rappellent les propriétés de certaines cellules cancéreuses. Il apparaît donc très intéressant d’étudier plus précisément les modalités d’assemblage des fuseaux en l’absence de centrosome canonique. Les ovocytes perdent leurs centrioles au démarrage de la phase de croissance ovocytaire après la naissance. Aucune donnée n’existait quant aux modalités d’assemblage des microtubules ovocytaires durant l’extraordinaire phase de croissance cellulaire (l’ovocyte passe de 10 à 80 µm de diamètre, une augmentation de 500 fois son volume, en 15 jours environ) qui a lieu lors de la folliculogenèse. Suite à la perte des centrioles, du matériel de type péricentriolaire contenant notamment γ-tubuline et péricentrine, plutôt cortical et peu abondant, va se regrouper autour du noyau en des amas discrets au nombre de 1 à 3 lors de la phase de croissance du follicule (Łuksza, 2013). Ainsi, le réseau microtubulaire qui apparaît totalement désorganisé dans les petits ovocytes en début de croissance, acquière progressivement une organisation radiale, centrée sur les gros amas de PCM à proximité de l’enveloppe nucléaire. Le regroupement de ce PCM autour de l’enveloppe nucléaire puis sa redistribution homogène en petits foci par un mécanisme microtubules et dynéine-dépendant permet d’éviter la perte de chromosomes lors de la rupture de l’enveloppe nucléaire à la reprise de la méiose (Łuksza, 2013).

Positionnement du noyau au centre de la cellule en absence de centrosomes canoniques

2La position du noyau au sein d’une cellule est souvent essentielle à sa fonction. C’est le cas notamment dans l’ovocyte de drosophile où la position excentrée du noyau prédéfinit les axes antéro-postérieurs et dorso-ventraux du futur embryon. Certaines pathologies sont d’ailleurs associées à des modifications de la position nucléaire, comme des stéatoses hépatiques où l’accumulation de larges vésicules lipidiques induit un repositionnement du noyau vers la périphérie cellulaire. Le noyau est dans la plupart des cellules positionné grâce au cytosquelette, et principalement grâce aux microtubules émanant des centrosomes canoniques. Dans les ovocytes de souris, contrairement à de nombreux modèles ovocytaires, le noyau est positionné au centre de la cellule par des mécanismes totalement inexplorés à l’heure actuelle. Cette position centrale du noyau est d’ailleurs un gage de bonne condition physiologique ovocytaire (Brunet & Maro, 2007). Des observations préliminaires réalisées au laboratoire ont suggéré que les microfilaments d’actine contrôlaient le positionnement central du noyau en prophase de première division de méiose (Dumont, 2007 ; Azoury, 2011). En effet, les noyaux sont très excentrés dans les ovocytes issus de souris invalidées pour la formine-2. L’expression de la formine-2 dans ces ovocytes induit un repositionnement du noyau au centre de la cellule en quelques heures. Ce mouvement de la périphérie vers le centre dépendant exclusivement des microfilaments d’actine est indépendant des microtubules et de l’activité de la myosine II. En effet, il a lieu avec des cinétiques proches des contrôles, après traitement au ML-7, un inhibiteur de l’activité de la myosine II qui empêche le mouvement du fuseau méiotique au cortex en première division de méiose (Schuh, 2008 ; Chaigne, 2013). Il s’agit donc du centrage d’un organite très large (le noyau fait 30 µm) de diamètre par des mécanismes différents de ceux requis pour le mouvement excentré du fuseau au cortex. À l’aide de mesures de micro-rhéologie (mesure de viscosité par pinces optiques) en collaboration avec Timo Betz, biophysicien à l’Institut Curie (Paris), nous avons pu modéliser le mouvement de ce noyau, en collaboration avec Nir Gov (Weizmann Institute of Science, Rehovot, Israël) et Raphaël Voituriez (UPMC, Paris). Nous mettons en évidence un mode très original de positionnement d’une très large structure, le noyau ovocytaire, par un gradient de pression exercé par l’actine permettant une fluidification du cytoplasme.

3Références : Azoury J., Lee K.W., Georget V., Rassinier P., Leader B. et Verlhac M.-H. (2008). Spindle positioning in mouse oocytes relies on a dynamic meshwork of actin filaments. Curr Biol, 18, 1514-1519 ; Azoury J., Lee K.W., Georget V., Hikal P. et Verlhac M.-H. (2011). Symmetry breaking in mouse oocytes requires transient F-actin meshwork destabilization. Development, 138, 2903-2908 ; Brunet S. & Maro B. (2007). Germinal vesicle position and meiotic maturation in mouse oocyte. Reproduction, 133, 1069-72 ; Chaigne A., Campillo C., Gov N.S., Voituriez R., Azoury J., Umana C., Almonacid M., Queguiner I., Nassoy P., Sykes C., Verlhac M.-H.* et Terret M.-E.* (2013). A soft cortex is essential for asymmetric spindle positioning in mouse oocytes. Nat Cell Biol, 15, 958-66 (* : co-senior authors) ; Dumont J., Million K., Sunderland K., Rassinier P., Lim H., Leader B. et Verlhac M.-H. (2007). Formin-2 is required for spindle migration and for the late steps of cytokinesis in mouse oocytes. Dev Biol, 301, 254-265 ; Holubcová Z, Howard G, Schuh M. (2013). Vesicles modulate an actin network for asymmetric spindle positioning. Nat Cell Biol, 15, 937-47 ; Kunda P. & Baum B. (2009). The actin cytoskeleton in spindle assembly and positioning. Trends Cell Biol, 19, 174-9 ; Larson S.M. et al. (2010). Cortical mechanics and meiosis II completion in mammalian oocytes are mediated by myosin-II and Ezrin-Radixin-Moesin (ERM) proteins. Mol Biol Cell, 21, 3182-3192 ; Łuksza M., Queguiner I., Verlhac M.-H.* et Brunet S.* (2013). Rebuilding MTOCs upon centriole loss during mouse oogenesis. Dev Biol, 382, 48-56 (* : co-senior authors) ; Pfender S., Kuznetsov V., Pleiser S., Kerkhoff E. & Schuh M. (2011). Spire-Type Actin Nucleators cooperate with Formin-2 to drive asymmetric oocyte division. Curr Biol, 21, 955-960 ; Schuh M. & Ellenberg J. (2008). A new model for asymmetric spindle positioning in mouse oocytes. Curr Biol, 18, 1986-92.

Publications

4Chaigne A., Verlhac M.-H. et Terret M.-E., « Ramollir le cortex. Un prérequis à l’asymétrie de la division ovocytaire », Médecine Sciences, 30(1), 2014, 18-21, DOI : 10.1051/medsci/20143001005.

Almonacid M., Terret M.-E. et Verlhac M.-H., « Actin-based spindle positioning: new insights from female gametes », Journal of Cell Science, 127(3), 2014, 477-483, DOI : 10.1242/jcs.142711.

Luksza M., Queguigner I., Verlhac M.-H. et Brunet S., « Rebuilding MTOCs upon centriole loss during mouse oogenesis », Developmental Biology, 382(1), 2013, 48-56, DOI : 10.1016/j.ydbio.2013.07.029.

Terret M.-E., Chaigne A. et Verlhac M.-H., « Mouse oocyte, a paradigm of cancer cell », Cell Cycle, 12(21), 2013, 3370-3376, DOI : 10.4161/cc.26583.

Dumont J. et Verlhac M.-H., « Using FRET to study RanGTP gradients in live mouse oocytes », dans Homer H.A. (éd.), Mammalian Oocyte Regulation, coll. « Methods in Molecular Biology », Springer, 957, 2013, 107-120.

Autres activités

Conférences invitées

5« 22nd year of Cytoskeletal Club international conference », Vranovska Ves, République tchèque, mai 2014 (Plenary Lecture) ; German Priority Programme DFG-SPP1464 meeting on Actin, Ratisbonne, Allemagne, février 2014 (Invited Guest) ; 108^th International Boehringer Ingelheim Titisee Conference, « Causes and Consequences of Aneuploidy », Titisee, Allemagne, octobre 2013 ; EMBO workshop on « Meiosis », Dresde, Allemagne, septembre 2013 ; Symposium « Meiosis and chromosome segregation – a mammalian perspective », Stockholm, Suède, août 2013 (Symposium co-chair).

Séminaires sur invitation

6Séminaire au Labex Memolife, Paris, 2014 ; séminaire au Wellcome Trust Center for Cell Biology, Édimbourg, R.U., 2014 ; séminaire à l’IBGC, Bordeaux, 2013 ; séminaire à la journée de l’Institut de biologie, Paris, 2013.