Responsable : Marie-Hélène Verlhac

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1. Positionnement du noyau au centre de la cellule en absence de centrosomes canoniques

1La position du noyau au sein d’une cellule est souvent essentielle à sa fonction. C’est le cas notamment dans l’ovocyte de drosophile où la position excentrée du noyau prédéfinit l’axe dorso-ventral du futur embryon. Certaines pathologies sont d’ailleurs associées à des modifications de la position nucléaire, comme par exemple des stéatoses hépatiques où l’accumulation de larges vésicules lipidiques induit un repositionnement du noyau vers la périphérie cellulaire. Le noyau est dans la plupart des cellules positionné grâce au cytosquelette, et principalement grâce aux microtubules émanant des centrosomes canoniques. Dans les ovocytes de souris, contrairement à de nombreux modèles ovocytaires, le noyau est positionné au centre de la cellule par des mécanismes totalement inexplorés à l’heure actuelle. Cette position centrale du noyau est d’ailleurs un gage de bonne condition physiologique ovocytaire. Des observations préliminaires réalisées au laboratoire ont suggéré que les microfilaments d’actine contrôlaient le positionnement central du noyau en prophase de première division de méiose. En effet, les noyaux sont très excentrés dans les ovocytes issus de souris invalidées pour la Formine-2. L’expression de la Formine-2 dans ces ovocytes induit un repositionnement du noyau au centre de la cellule en quelques heures. Ce mouvement de la périphérie vers le centre dépend exclusivement des microfilaments d’actine, il est indépendant des microtubules et de l’activité de la myosine II. En collaboration avec l’équipe de Timo Betz (institut Curie) et de modélisateurs, Nir Gov (Weizmann Institute of Science) et Raphaël Voituriez (UPMC), nous avons étudié le mécanisme de recentrage du noyau ovocytaire et montré qu’il s’agissait d’un mode très original de positionnement d’une très large structure, le noyau ovocytaire, par un gradient de pression non spécifique, lié aux vésicules d’actine et permettant une fluidification du cytoplasme (Almonacid, 2015).

2. Une fenêtre de tension corticale pour le positionnement du fuseau de méiose I

2De par l’absence de centrosomes, la plupart des fuseaux méiotiques sont dépourvus d’asters de microtubules les connectant à la membrane plasmique cellulaire. Le positionnement de ces fuseaux au cortex ne dépend donc pas de microtubules astraux, mais de microfilaments d’actine. Or, leur positionnement au cortex dans des cellules gigantesques est indispensable aux divisions asymétriques permettant l’expulsion de petits globules polaires. Dans la plupart des modèles, les cellules s’arrondissent à l’entrée en mitose, conséquence d’une augmentation de rigidité corticale. Celle-ci permet de transmettre les forces exercées par les fibres de rétraction, du substrat vers l’intérieur de la cellule. Cette augmentation de rigidité corticale régule assemblage et positionnement du fuseau mitotique. En méiose dans l’ovocyte de souris, la Formine 2 ainsi que Spire 1/2, nucléateurs de l’actine, sont essentielles à la formation d’un réseau de microfilaments cytoplasmiques s’assemblant autour du fuseau méiotique et assurant la migration et l’ancrage de ce dernier au cortex. À l’inverse de la mitose, la tension corticale baisse à l’entrée en première division de méiose. En collaboration avec l’équipe de Cécile Sykes (Institut Curie) et de modélisateurs, Nir Gov (Weizmann Institute of Science) et Raphaël Voituriez (UPMC), nous avons étudié les bases moléculaires et cellulaires à l’origine de cette baisse de tension corticale. Nous avons mis en évidence l’apparition, durant la première division de méiose, d’un épaississement cortical dépendant de l’activité du complexe Arp2/3. En son absence, le fuseau de méiose I ne migre pas. Par ailleurs, l’accumulation d’actine dans le cortex est inversement corrélée à la disparition de la myosine II au cortex. Enfin, cet épaississement cortical assure la baisse de tension corticale. Le maintien artificiel d’une forte tension corticale bloque la migration du fuseau au cortex en méiose I (Chaigne, 2013). De manière très intéressante, nous avons pu récemment affiner nos observations et, aidés par la modélisation du mouvement du fuseau au cortex, pu démontrer qu’une tension trop basse était délétère pour la migration du fuseau de méiose I au cortex. Ainsi, il existerait une fenêtre de tension corticale favorable à la division asymétrique ovocytaire (Chaigne, 2015).

Publications 2014-2015

3Almonacid M., Ahmed W.W., Bussonnier M., Mailly P., Betz T., Voituriez R., Gov N.S. et Verlhac M.-H., « Active diffusion positions the nucleus in mouse oocytes », Nature Cell Biology, 17(4), avril 2015, 470-479, DOI : 10.1038/ncb3131.

Chaigne A., Campillo C., Gov N.S., Voituriez R., Sykes C., Verlhac M.H. * et Terret M.E. *, « A narrow window of cortical tension guides asymmetric spindle positioning in the mouse oocyte », Nature Communications, 6, 2015, 6027, DOI : 10.1038/ncomms7027 (* co-corresponding authors).

Li H., Moll J., Winkler A., Frappart L., Brunet S., Hamann J., Kroll T., Verlhac M.-H., Heuer H., Herrlich P. et Ploubidou A., « RHAMM deficiency disrupts folliculogenesis resulting in female hypofertility », Biology Open, 4(4), 2015, 562-571, DOI : 10.1242/bio.201410892.

Grey C., Espeut J., Ametsitsi R., Kumar R., Luksza M., Brun C., Verlhac M.-H., Suja J.Á. et de Massy B., « SKAP, an outer kinetochore protein, is required for mouse germ cell development », Reproduction, décembre 2015, DOI : 10.1530/REP-15-0451.

Conférences et séminaires

4Conférences invitées : Journée en l’honneur de François Jacob, Collège de France, septembre 2015 ; FASEB meeting on « Mitosis: Spindle Assembly and Function », Big Sky Montana, États-Unis, juin 2015 ; « 22nd year of Cytoskeletal Club international conference », Vranovska Ves, République tchèque, mai 2014 (plenary lecture) ; German Priority Programme DFG-SPP1464 meeting on Actin, Regensburg, Allemagne, février 2014 (invited guest).

Séminaires invités : séminaire à l’IGDR, Rennes, 2015 ; séminaire à l’institut Jacques Monod, Paris, 2015 ; séminaire à l’Institut Gulbenkian de Cienca, Lisbonne, Portugal, 2015 ; séminaire au Labex DEEP, institut Curie, Paris, 2015 ; séminaire à Mc Gill University, Montréal, Canada, 2015 ; séminaire au Labex Memolife, Paris, 2014 ; séminaire au Wellcome Trust Center for Cell Biology, Edinburgh, Royaume-Uni, 2014.