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Raymond Devoret et la réponse des bactéries aux radiations

Raymond Devoret and the bacterial response to radiation
Suzanne Sommer

Résumés

Raymond Devoret s’est toujours intéressé aux effets des radiations sur le vivant. Il a d’abord analysé le comportement d’un prophage (nom donné à un virus qui infecte les bactéries et qui est présent à l’état dormant) qui est induit et se multiplie rapidement dans les bactéries hôtes après exposition de celles-ci aux radiations. Ce travail a permis de proposer que l’induction du prophage n’était qu’un aspect d’une réponse plus globale aux agents qui endommagent l’ADN, connue sous le nom de réponse SOS. L’équipe s’est ensuite intéressée à la nature du signal qui déclenche la réponse SOS et aux mécanismes moléculaires de la mutagenèse qui est un autre aspect de cette réponse.

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Texte intégral

Ma reconnaissance va à Raymond Devoret et Adriana Bailone qui m’ont accueillie dans leur équipe en 1983 et m’ont transmis leur enthousiasme pour la Science. Un grand merci à Adriana Bailone, décédée en avril 2023 à l'âge de 83 ans, qui a mis à ma disposition l’ensemble des tirés à part des articles publiés par Raymond Devoret et qui a apporté sa contribution dans l’écriture de ce manuscrit en en faisant une lecture critique et constructive, en améliorant le texte et en me faisant bénéficier de sa mémoire concernant l’évolution des idées sur les réponses aux radiations dans l’équipe de Raymond Devoret qu’elle a rejointe au début des années 1970. Merci également à Jean Michel Rossignol qui m’a encouragée à rédiger ce manuscrit, ce qui m’a permis de me souvenir des années passées riches en échanges scientifiques avec Raymond Devoret et Adriana Bailone. Merci également à Pascale Servant qui a rejoint l’équipe en 2001 et à tous ceux qui nous ont rejoints ensuite et qui ont permis de poursuivre l’élucidation des réponses aux radiations entreprise dès le début des années 1960 par Raymond Devoret.

Le grand virage : de la radioprotection à l’induction lysogenique

1Après des études de Physique et de Médecine, Raymond Devoret a d’abord exercé comme médecin du travail dans le service de radioprotection de l’Institut du Radium, ce qui a éveillé son intérêt pour la compréhension des effets des radiations sur le vivant et l’a conduit à préparer une thèse en radiobiologie sous la direction du Pr Raymond Latarjet.

Raymond Devoret

Raymond Devoret

Légende : Raymond Devoret (1928-2018)

© Collection personnelle de Michel Devoret

2Du fait de son statut de médecin du travail, Raymond Devoret a rédigé dès 1959 un document pour compléter les normes internationales de radioprotection définies en septembre 1958 afin de permettre aux travailleurs qui manipulent des sources de rayonnement ionisant de comprendre les nécessités d’une protection rationnelle et efficace dans le travail. Ce document sera suivi en 1965 par un chapitre de livre portant sur les aspects biologiques et médicaux de la radioprotection qui décrit les lésions dues au rayonnement, les conséquences à longue échéance des irradiations, le niveau d’irradiation des populations, l’exposition professionnelle aux radiations et les consignes de protection (1).

3La première rencontre de Raymond Devoret avec un modèle bactérien pour l’étude des effets des radiations date de 1959 lorsqu’il a utilisé avec H. Markovich la bactérie lysogène Escherichia coli K12 (λ) (voir glossaire) pour déterminer l’effet des faibles doses de rayons X (2). Dans ces bactéries lysogènes, l’ADN du phage λ est présent sous forme intégrée dans le chromosome bactérien et se réplique, à l’état de prophage, sous le contrôle de la bactérie hôte (cycle lysogénique). Le prophage peut être excisé du chromosome suite à l’exposition de celles-ci à différents traitements (rayonnement ultraviolet, rayonnement ionisant), se répliquer de façon autonome et aboutir à la lyse des bactéries hôtes comme cela a été montré par Lwoff en 1950 (3), Latarjet en 1951 (4) et Markovich et Latarjet en 1958 (5), (voir glossaire et figure 1).

Figure 1 : Lysogénie et cycle lytique.

Figure 1 : Lysogénie et cycle lytique.

Le phage λ est constitué d’ADN double-brin encapsidé dans une tête (capside) à laquelle est fixée une queue. Lorsque le phage λ infecte une bactérie, il s’adsorbe dans la cellule par sa queue et injecte son ADN qui se circularise grâce à l’appariement des sites cos et à une ligase qui referme les brèches. C’est à ce stade que se décide le destin du phage.

© Suzanne Sommer

  • soit son ADN s’intègre dans le chromosome bactérien par recombinaison au site att et l’ADN phagique se réplique à l’état de prophage sous contrôle de la bactérie hôte, donnant naissance à des bactéries lysogènes ; l’ADN injecté exprime des gènes dont les produits sont nécessaires à l’intégration de l’ADN du phage dans le chromosome et à la répression de la réplication autonome du phage et de la plupart des fonctions phagiques (on parle alors de lysogénie, voir partie droite de la figure 1)

  • soit l’ADN circulaire du phage se réplique de façon autonome, d’abord de façon bidirectionnelle à partir d’une origine de réplication phagique (réplication précoce) avant de passer à un autre mode de réplication connu sous le nom de réplication cercle roulant (réplication tardive) engendrant un ADN linéaire double brin contenant plusieurs copies mises bout à bout d’ADN phagique. Les gènes du phage sont exprimés permettant la synthèse des protéines nécessaires à la formation de la capside et de la queue du phage. L’ADN est clivé au niveau du site cos générant une copie d’ADN phagique qui est encapsidée, puis la queue du phage est ajoutée engendrant un phage complet qui est libéré dans le milieu suite à la lyse de la bactérie hôte (on parle alors de cycle lytique, voir partie gauche de la figure 1).

4Dans certaines conditions, en particulier lorsque les bactéries lysogènes sont exposées à des rayonnements, l’ADN du phage est excisé du chromosome, se réplique et engage la bactérie hôte dans un cycle lytique. On parle alors d’induction lysogénique ou d’induction du prophage.

5Ce modèle bactérien, qui s’est révélé très sensible, pose plusieurs questions non élucidées à cette époque :

  • quelle est la nature de l’inducteur cellulaire et quels sont les mécanismes qui interviennent dans la réponse cellulaire aux dommages de l’ADN ?

  • quelles sont les lésions qui sont engendrées par l’exposition des bactéries aux radiations et comment ces différentes lésions sont prises en charge et réparées dans les bactéries pour permettre la survie des bactéries irradiées.

  • est-ce que la réparation des lésions est fidèle ou engendre des mutations ?

6Le rayonnement ultraviolet va entrainer essentiellement des lésions au niveau de l’ADN, en particulier des liaisons covalentes entre des bases adjacentes formant des dimères de pyrimidines (voir glossaire) qui sont des lésions encombrantes qui bloquent la progression de la fourche de réplication. Les rayonnements ionisants vont provoquer des cassures double-brin de l’ADN, considérées comme les lésions les plus difficiles à réparer dans une cellule mais également une oxydation des protéines cellulaires. La diversité des lésions engendrées par les rayonnements pose donc une question supplémentaire, celle de la diversité des réponses que les bactéries pourront apporter pour assurer leur survie.

7C’est pour répondre à toutes ces questions que Raymond Devoret utilisera les approches de génétique microbienne et ses travaux sur l’induction du prophage λ vont permettre d’apporter les premières réponses aux questions posées ci-dessus.

8Il faut réaliser que quand Raymond Devoret a démarré ses recherches, il n’était pas possible d’aborder ces questions par des approches de biologie moléculaire, ni de séquencer l’ADN, ni de cloner des gènes pour purifier des protéines et analyser leur fonction, ni de suivre en temps réel le devenir des cassures de l’ADN par des approches d’électrophorèse en champ pulsé. Dans les années 1960, 1970 et 1980, on ne parlait pas encore des approches globales [génomique, protéomique, transcriptomique (voir le glossaire)] ni de bioinformatique pour appréhender ce qui se passe dans la globalité d’une cellule en s’appuyant sur une analyse informatique complexe des données récoltées. Par contre, plus modestement, il était possible de suivre la survie des bactéries après exposition à des radiations, d’isoler et caractériser des mutants déficients dans leur réponse aux radiations et de s’appuyer sur la génétique microbienne pour établir des modèles et mieux comprendre le fonctionnement du vivant.

L’induction indirecte du prophage lambda et l’apparition de mutations chez le virus induit. Des régions d’ADN simple brin présentes sur un réplicon endommagé sont le signal inducteur

9Vers le milieu des années 1960 au cours d’une année sabbatique dans le laboratoire de Paul Howard-Flanders à l’université de Yale (USA), Raymond Devoret s’est intéressé aux travaux de Ernest Borek et Ann Ryan qui décrivaient l’induction du prophage λ suite au transfert par conjugaison du facteur sexuel F (voir glossaire et Figure 2) à partir d’une bactérie donatrice préalablement exposée aux rayons UV (induction indirecte) (6), (7).

Figure 2 : Transfert par conjugaison du facteur sexuel F

Figure 2 : Transfert par conjugaison du facteur sexuel F

La bactérie donatrice qui contient le plasmide F porte des pili qui permettent l’établissement du contact avec une bactérie réceptrice dépourvue du facteur F, la rétractation du pilus amène les bactéries à un contact étroit des deux membranes cellulaires, un pore transmembranaire se crée par lequel un seul brin d’ADN du plasmide F est transféré dans la bactérie réceptrice. Le passage de ce brin se produit simultanément à la synthèse du brin complémentaire dans la bactérie donatrice. Le brin entrant dans la bactérie réceptrice dans le sens 5  vers 3’, la synthèse du brin complémentaire est discontinue, nécessitant de nombreuses séquences amorces. Après synthèse des brins complémentaires, l’ADN du plasmide F se circularise dans la bactérie donatrice et la bactérie réceptrice.

© Suzanne Sommer

10Raymond Devoret et sa collaboratrice Jacqueline George ont établi des points clés intervenant dans l’induction indirecte (8), (9), (10), (11) :

  • dans l’induction indirecte par conjugaison (voir glossaire), les rayons ultraviolets agissent sans atteinte directe du prophage ni de son répresseur (voir glossaire), produit du gène régulateur de celui-ci

  • l’ADN irradié transféré par conjugaison n’est pas réparé par le système de réparation des lésions par excision des dimères de pyrimidines (voir glossaire), lésions engendrées par l’irradiation ultraviolette. Comme le système d’excision resynthèse n’est actif que sur un ADN double brin, ceci suggère que ces dimères ne sont pas situés dans une région double-brin d’ADN. L’ADN du facteur F transféré à partir d’une bactérie donatrice irradiée présenterait donc dans la cellule réceptrice des discontinuités avec des régions simple-brin

  • des mutations apparaissent chez le phage λ non irradié lorsque celui-ci infecte une bactérie qui a été préalablement exposée aux rayons ultraviolets. Ces mutations présentes dans l’ADN du phage suggèrent que des erreurs ont été introduites lors de sa réplication dans la bactérie hôte préalablement irradiée (12).

11C’est donc dès 1971 que Raymond Devoret et sa collaboratrice pointent du doigt le fait que la présence d’ADN simple-brin sur un réplicon irradié (le facteur F ou le chromosome bactérien) pourrait être le point de départ d’une chaîne aboutissant à l’induction du prophage et à la mutagénèse (11).

12À partir de là, diverses hypothèses sont émises pour comprendre ces phénomènes complexes, la question principale étant la nature de l’évènement déclencheur de ces phénomènes. Si cette chaîne existe, il doit exister dans la bactérie-hôte des gènes codant des protéines impliquées dans cette chaîne et le premier gène qui sera identifié comme nécessaire à l’induction du prophage est le gène recA (13). Le phénotype du mutant recA est pléïotrope, il est sensible aux rayons UV et aux rayons X, déficient pour la recombinaison et pour l’induction du prophage chez une bactérie lysogène exposée au rayonnement. Raymond Devoret et Manuel Blanco ont donc mis au point une méthode pour isoler de nouveaux mutants incapables d’induire le prophage (14). L’analyse de ces mutants s’est révélée longue et complexe.

13Une autre retombée de ces travaux fut la mise au point de nouveaux tests pour identifier des cancérigènes potentiels. En 1973, Bruce Ames avait mis au point au point un test de cancérigènes potentiels en mesurant leur capacité de réversion de mutations dans des gènes nécessaires à la synthèse de l'histidine chez la bactérie Salmonella typhimurium. Un extrait de foie de rat est ajouté afin de simuler l’effet du métabolisme qui peut transformer les produits testés inoffensifs avant traitement en produits dérivés cancérigènes (15). Raymond Devoret et ses collaborateurs vont tester les produits chimiques pour leur capacité d’induire le prophage λ dans des bactéries E. coli lysogènes, perméables aux produits à tester du fait d’une mutation dans un gène d’enveloppe et déficientes dans la réparation par excision des lésions de l’ADN. Trois variantes du test (inductest) ont été développées et se sont révélées aussi sensibles que le test d’Ames (16). Raymond Devoret apporte ainsi en 1980 sa contribution à l’Agence Internationale de Recherche sur le Cancer en décrivant les tests de détection des cancérigènes connus chez les bactéries.

La réponse SOS

La réponse SOS aux lésions de l’ADN : une réponse cellulaire modulée

14C’est au début des années 1970 qu’Adriana Bailone, après un DEA de génétique, a rejoint l’équipe de Raymond Devoret. Elle est restée sa fidèle collaboratrice et a pris la relève de la direction de l’équipe en 1995 au départ en retraite de Raymond Devoret avant de me passer le flambeau en 2000. En arrivant dans l’équipe de Raymond, elle s’est jointe à Jacqueline George, Miroslav Radman et Manuel Blanco et ils ont collaboré avec enthousiasme, échangeant leurs idées et proposant de nouvelles hypothèses. À cette période se mettait en place l’idée que les lésions de l’ADN déclenchaient une série de phénomènes inductibles incluant l’inhibition transitoire de la division cellulaire, l’augmentation de l’efficacité de réparation des lésions et de la mutagenèse qui seront appelés en 1974 « fonctions SOS » par Miroslav Radman, l’induction du prophage n’étant qu’une facette d’une réponse générale de la cellule à l’endommagement de l’ADN (17), (18), (19), (20). L’étude du mutant inf isolé dans le laboratoire en 1970 a permis de dissocier l’expression des diverses fonctions SOS et de suggérer que la réponse SOS devait être modulée, l’inhibition de la division cellulaire n’étant que transitoire et l’induction du prophage ne devant être déclenchée qu’en réponse à une atteinte sévère de l’ADN cellulaire (21). La modularité de la réponse SOS peut être expliquée par le phénomène de sub-induction. La sub-induction a été mise en évidence dans l’équipe par une analyse quantitative de l’inactivation in vivo du répresseur du phage λ grâce à un test biochimique de rétention sur filtre du complexe répresseur-operateur. La sub-induction se manifeste dans certaines conditions comme l’exposition à de faibles doses d’UV et se traduit par une diminution transitoire du répresseur dans la cellule qui peut atteindre des valeurs voisines d’un dixième du niveau initial sans provoquer l’induction du prophage (22). Après un traitement inducteur certaines fonctions SOS pourraient être pleinement induites et d’autre sub-induites.

La protéine RecA joue un rôle majeur dans l’induction du prophage et dans l’induction des fonctions SOS

15L’implication de la protéine RecA dans l’induction du prophage est appuyée par des travaux qui montrent que l’efficacité de l’induction varie largement en fonction des allèles du gène recA (23). De même la caractérisation des mutants isolés par l’équipe montre que des mutations dans le gène recA peuvent abolir la recombinaison et l’expression des fonctions SOS alors que d’autres mutations dans le gène recA entrainent l’induction constitutive des fonctions SOS mettant en avant le rôle majeur de la protéine RecA dans ces processus (24).

16Les travaux réalisés in vivo par Raymond Devoret et son équipe ainsi que ceux d’une dizaine d’équipes dans le monde ont été à l’origine des travaux réalisés in vitro dans le domaine permettant des avancées majeures dans la compréhension du rôle de la protéine RecA dans l’induction du prophage et dans l’induction des fonctions SOS (Figure 3). Parmi les avancées majeures, on peut citer :

  • la mise en évidence du clivage du répresseur CI en deux fragments lorsque les bactéries sont exposées au rayonnement ultraviolet (25),

  • le répresseur du prophage est clivé in vitro en présence d’une protéine RecA mutante purifiée à partir d’un extrait de bactéries induites constitutivement pour les fonctions SOS (26) et le clivage du répresseur CI du phage λ a été reproduit in vitro en présence de la protéine RecA sauvage purifiée, d’ADN simple-brin et d’ATP suggérant que la fixation de la protéine RecA sur de l’ADN simple-brin en présence d’ATP activerait sa capacité de cliver le répresseur CI (27),

  • le produit du gène lexA, impliqué dans l’induction des fonctions SOS, est identifié et purifié (28),

  • la protéine LexA purifiée est clivée in vitro dans les mêmes conditions que celles utilisées pour le clivage du répresseur CI du prophage (29),

  • la protéine LexA se fixe in vitro sur une séquence d’une vingtaine de paires de bases située en amont des gènes recA et lexA qui sera nommée « boite SOS » et réprime leur transcription suggérant que la protéine LexA serait le répresseur des gènes lexA et recA et qu’elle pourrait réguler de nombreux gènes SOS (30), (31),

  • la capacité d’auto-clivage de la proteine LexA et du répresseur CI du phage λ est mise en évidence in vitro d’où l’idée que la protéine RecA activée exerce un rôle de co-protéase (32).

Figure 3 : Réponses aux lésions de l’ADN

Figure 3 : Réponses aux lésions de l’ADN

L’activation de la protéine RecA entraîne le clivage du répresseur LexA ce qui déclenche l’induction des gènes SOS et favorise ainsi la réparation des lésions de l’ADN. S’il reste des lésions résiduelles, elles participent à l’augmentation de la mutagenèse. L’activation de la protéine RecA entraîne aussi le clivage du répresseur phagique qui, chez les bactéries lysogènes, conduit à l’induction du prophage et à la lyse des cellules.

© Suzanne Sommer

17L’ensemble de ces résultats pointent le rôle majeur de la protéine RecA dans l’induction du prophage et de la réponse SOS (Figure 1). Cependant au début des années 1980, l’identification du signal SOS qui va déclencher l’activation de la protéine RecA et le clivage des répresseurs CI et LexA in vivo restait une question ouverte. Pour répondre à cette question Raymond Devoret et son équipe ont utilisé comme modèle l’induction indirecte par le facteur F endommagé,

Le signal SOS est formé par des régions d’ADN simple-brin d’un réplicon. Les mécanismes mis en jeu pour engendrer le signal SOS sont spécifiques de chaque réplicon.

18Les travaux de Jacqueline George et Raymond Devoret ont montré que le signal inducteur se formait lors de la réplication du facteur F endommagé dans la bactérie réceptrice, engendrant des régions d’ADN simple-brin (11). De nouvelles fonctions du facteur F auraient pu être requises pour interagir avec ces régions simple-brin et les organiser dans des structures relativement stables qui constitueraient les sites d’activation de la protéine RecA. Pour faciliter l’identification de ces fonctions, Raymond Devoret et son équipe ont décidé d’utiliser une forme « raccourcie » du facteur F, le plasmide miniF qui a conservé les propriétés de réplication autonome et de partition et la région nécessaire à la formation du signal inducteur. Un locus de 800 paires de bases, le locus lynA, situé sur le plasmide miniF a été identifié comme nécessaire à l’induction indirecte du prophage par le plasmide miniF irradié (33). Le locus lynA est aussi nécessaire à l’induction « gratuite » du prophage suite à l’inhibition de la partition ou de la réplication du plasmide miniF en l’absence d’exposition aux rayons UV (34). Une analyse de l’induction gratuite par un plasmide miniF thermosensible pour sa réplication montre qu’il se perd rapidement à 42 °C alors que le signal inducteur persiste pendant plusieurs générations après la perte du plasmide (35), (36). Le signal inducteur n’est donc pas situé sur le plasmide localisé en trans sur le chromosome bactérien. Le locus lynA code une toxine et une antitoxine, la perte du plasmide miniF entraine la dilution puis la disparition de l’antitoxine plus instable que la toxine. Ce n’est que quelques années plus tard que Martine Couturier montrera que la toxine en absence de l’antitoxine provoque sur le chromosome bactérien des cassures double-brin de l’ADN en empoisonnant le complexe gyrase-ADN (37), (38), (voir glossaire). L’induction gratuite par le plasmide miniF présente des analogies avec l’induction des fonctions SOS par l’acide nalidixique un puissant inhibiteur de la gyrase bactérienne. L’équipe de Raymond Devoret a montré que les deux phénomènes nécessitent l’activité de déroulement des protéines RecBCD (36) pour engendrer la formation de régions d’ADN simple-brin sur lesquelles la fonction co-protéase de la protéine RecA sera activée. Par contre le facteur F endommagé engendre un signal SOS par un mécanisme complètement différent de celui mis en jeu par le plasmide miniF car le facteur F est transféré par conjugaison sous forme d’ADN simple-brin. La présence de lésions sur le brin transféré entraine directement dans le brin complémentaire synthétisé dans la bactérie réceptrice la présence de discontinuités qui fournissent des sites d’activation pour la protéine RecA.

La mutagenèse SOS

19Les mutations ponctuelles constituent la classe majoritaire des mutations induites par les cancérigènes. L’apparition de mutations ponctuelles chez E. coli résulte d’un processus actif qui force le complexe de réplication à utiliser l’ADN lésé comme matrice, favorisant la survie des cellules au détriment de la fidélité de la réplication de l’ADN.

La mutagenèse SOS est un processus tardif qui implique un nouveau rôle de la protéine RecA

20Le processus de mutagenèse ne demande que l’induction de 2 gènes, umuD et umuC organisés en opéron (voir glossaire), étroitement contrôlés par le répresseur LexA (39). La protéine native UmuD subit une étape de maturation qui dépend de l’activité co-protéase de la protéine RecA qui la transforme en une forme tronquée, UmuD’, dépourvue des 24 premiers acides aminés et c’est le complexe formé des protéines UmuD’ et UmuC qui est actif dans la mutagenèse. La cinétique d’induction des protéines UmuD et UmuC et la cinétique de maturation de la protéine UmuD en UmuD’ sont lentes. La formation tardive du complexe UmuD’C indique que la mutagenèse SOS se produit après que la plupart des lésions aient été prises en charge par deux autres processus fidèles de réparation de l’ADN, l’excision des lésions et la recombinaison homologue. Les résultats de l’équipe de Raymond Devoret montrent donc clairement que les processus de réparation de l’ADN n’agissent pas dans la même fenêtre de temps ni sur le même substrat. La réparation par excision des lésions entre en jeu immédiatement après l’apparition des lésions. Les lésions non réparées après ce processus sont prises en charge par la réparation par recombinaison. L’équipe de Raymond Devoret a montré que le complexe UmuD’C est un inhibiteur de la recombinaison homologue in vivo (40) mais aussi in vitro en inhibant l’appariement d’ADNs homologues catalysé par la protéine RecA (41) suggérant que le complexe UmuD’C, une fois formé, agisse comme commutateur moléculaire entre recombinaison et mutagenèse.

21En faisant varier d’une façon indépendante soit la concentration cellulaire du complexe UmuD’C, soit celle de la protéine RecA, l’équipe a pu montrer que l’effet inhibiteur dépend du ratio entre les concentrations du complexe UmuD’C et de la protéine RecA. Le complexe UmuD’C se comporte donc comme un inhibiteur direct de l’activité recombinase du filament RecA (42).

22Raymond Devoret et son équipe ont montré que le filament RecA formé autour de l’ADN simple-brin constitue un élément structural essentiel pour la réplication de l’ADN endommagé en jouant le rôle d’attelle moléculaire pour la mise en place du complexe UmuD’C au niveau de la lésion et pour aider l’ADN-polymérase à franchir une lésion (43). Ils ont isolé et caractérisé une nouvelle mutation dans le gène recA qui rend la protéine RecA incapable d’assurer ce rôle d’attelle (44), (45).

23Quelques années plus tard, l’équipe a isolé de nouveaux mutants recA affectés spécifiquement dans l'interaction de la protéine RecA avec le complexe UmuD’C. La localisation des acides aminés modifiés sur la structure tridimensionnelle du filament RecA a montré qu’ils sont exposés à l’extrémité du filament RecA en croissance, renforçant le modèle suivant lequel la protéine RecA fixée sur l’ADN simple-brin positionnerait le complexe UmuD'C au niveau d'une lésion pour favoriser la synthèse trans-lésionnelle (46). Les différents rôles de la protéine RecA dans la mutagenèse SOS sont illustrés dans la figure 4.

Figure 4 : Mécanismes moléculaires de la mutagenèse SOS

Figure 4 : Mécanismes moléculaires de la mutagenèse SOS

L’activation de la protéine RecA sur de l’ADN simple-brin entraîne le clivage du répresseur LexA (panneau A) déclenchant l’induction des gènes umuD et umuC organisés en opéron (panneau B). La protéine RecA activée stimule ensuite le clivage de UmuD en UmuD’ (panneau C), une forme raccourcie d’UmuD active dans la mutagenèse. Le complexe UmuD’2C formé de 2 protéines UmuD’ et d’une protéine UmuC va se positionner en face de la lésion en interagissant avec l’extrémité du filament RecA (panneaux D & E), remplacer l’ADN polymérase III (Pol III) et permettre ainsi l’incorporation de nucléotides en face de la lésion (panneau F). La réplication est ensuite reprise en charge par la polymérase III (panneau G) et l’ADN peut être ainsi entièrement répliqué (panneau H) mais au prix de l’apparition de mutations.

© Suzanne Sommer

Une nouvelle famille d’ADN polymérases capables de répliquer un ADN endommagé

24Un éclairage nouveau a été apporté quand plusieurs équipes dans le monde ont mis en évidence in vitro l’activité polymérase de la protéine UmuC stimulée par la présence des protéines UmuD’, RecA et SSB (une protéine qui se fixe à l’ADN simple-brin) (47). UmuC renommée PolV est une polymérase fautive qui fait des erreurs aussi bien en utilisant pour matrice un ADN intact qu’en répliquant un ADN qui porte des lésions (48).

25Dans une revue publiée en 2001, Horuo Ohmori de l’université de Kyoto associé à la plupart des chercheurs, dans le monde, impliqués dans la compréhension des mécanismes de la mutagenèse recense 52 polymérases d’une nouvelle famille, les polymérases Y, dont les gènes présentent des homologies avec le gène umuC de la bactérie E. coli (49). Ces 52 polymérases se caractérisent par leur faible fidélité dans la réplication d’une matrice ADN intacte et dans leur capacité de répliquer un ADN endommagé en incorporant des nucléotides en face de lésions qui ne peuvent être franchies par les polymérases des autres familles décrites précédemment. Pour cette raison, ces polymérases sont connues sous la dénomination de polymérases trans-lésionnelles et on les trouve dans tous les domaines du vivant des Archaea aux eucaryotes en allant chez ces derniers de la levure à l’homme. Chez l’homme une déficience dans la polymérase trans-lésionnelle XPV est associée à la maladie génétique Xeroderma Pigmentosum Variant qui se caractérise par une sensibilité accrue au soleil et une forte augmentation du risque de développer un cancer de la peau, l'âge moyen de survenue de ces cancers étant inférieur à 10 ans chez les enfants atteint de Xeroderma Pigmentosum.

26Un long chemin a donc été parcouru entre l’observation des mutations formées sur un phage λ qui se développe dans une bactérie hôte préalablement exposée aux rayons ultraviolets (12) et la compréhension au niveau moléculaire de l’ensemble des étapes et des intervenants responsables de ces mutations. La contribution de Raymond Devoret et de son équipe à l’ensemble de ces avancées scientifiques a été déterminante. Les travaux de Raymond Devoret ont montré de façon incontestable l’apport des approches génétiques dans la compréhension des phénomènes biologiques et leur potentiel pour ouvrir des pistes en vue de déterminer biochimiquement les activités des protéines et de reconstituer in vitro des mécanismes complexes.

Autres questions abordées

27Nous avons présenté les travaux de Raymond Devoret et le cheminement de ses idées pour comprendre les réponses des bactéries à une exposition à des agents qui endommagent l’ADN, travaux effectués en interaction avec de nombreuses équipes dans le monde. Le travail de Raymond Devoret ne s’est pas limité aux questions évoquées plus haut. Il a également participé avec Adriana Bailone dans le cadre d’une collaboration avec Michael Bagdasarian (Institut Max Planck, Berlin) à la caractérisation d’un inhibiteur de la formation du signal SOS codé par les plasmides conjugatifs, visant à empêcher l’induction des fonctions SOS dans la cellule hôte lors du transfert du plasmide conjugatif sous forme simple brin. En accueillant Jaime Angulo dans son équipe à la fin des années 1980, Raymond Devoret a également permis le développement d’une nouvelle thématique en s’intéressant à une protéine de souris, la protéine KIN17, conservée chez les mammifères, induite après irradiation des cellules et capable de se fixer à l’ADN double brin et en particulier à des régions d’ADN courbes.

Une nouvelle thématique encouragée par Raymond Devoret

28C’est encore Raymond Devoret qui en rentrant des États-Unis en 1998 nous a incités à abandonner la bactérie modèle E. coli pour démarrer un nouveau projet en vue d’élucider les mécanismes de radiorésistance de la bactérie Deinococcus radiodurans, sujet passionnant auquel j’ai consacré mes travaux de recherche pendant plus de 15 ans. Ces travaux ont entre autres permis de découvrir un nouveau système de réparation des cassures double-brin de l’ADN (50), de caractériser des protéines originales impliquées dans la réparation des cassures de l’ADN (51), dans la régulation de la réponse aux radiations (52), (53) et de mettre en évidence l’induction de la transposition d’une séquence d’insertion (voir glossaire) suite à l’exposition au rayonnement de la bactérie D. radiodurans (54), (55). Plusieurs équipes dans le monde ont ensuite pris la bactérie D. radiodurans comme modèle et dès 2007 Michael Daly et ses collaborateurs ont montré que le faible niveau d’oxydation des protéines jouait un rôle crucial dans la radiorésistance de la bactérie D. radiodurans (56), (57). Miroslav Radman a remis en question le concept suivant lequel les dommages à l’ADN seraient la cause principale de la toxicité des rayonnements mettant en avant les dommages aux protéines, leur protection contre l’oxydation étant le nouveau paradigme de résistance au rayonnement (58). Miroslav Radman va plus loin en reliant de façon plus générale le vieillissement des êtres vivants à l’oxydation des protéines causé par l’accumulation d’espèces réactives de l’oxygène. Il publie en janvier 2023 une revue qui donne un aperçu du mécanisme et des conséquences des dommages oxydatifs du protéome (voir glossaire) en relation avec le vieillissement (59).

29Les recherches entreprises dès la fin des années 1950 et poursuivies pendant 35 ans par Raymond Devoret ont donc ouvert de nouvelles portes parfois inattendues qui vont bien au-delà du domaine des 3R (réparation, réplication, recombinaison) qui a été au centre de ses travaux.

Un chercheur enthousiaste, chaleureux et ouvert aux collaborations

30Raymond Devoret a démarré sa carrière au CNRS en 1960, d’abord dans le laboratoire de Radiobiologie et de Cancérologie de l’Institut Pasteur, puis au Laboratoire des faibles radioactivités à Gif-sur-Yvette avant de s’installer au milieu des années 1970 au Laboratoire d’Enzymologie du CNRS à Gif-sur-Yvette. Il a ensuite rejoint en 1993 l’Institut Curie à Orsay où il a poursuivi sa carrière de directeur de recherche avant d’être directeur de recherche émérite de 1995 à 2005.

31Raymond Devoret a été un précurseur comprenant très tôt dans les années 1960 l’intérêt des collaborations internationales, de séjours réguliers dans des laboratoires aux États-Unis, de la participation à de nombreux congrès et de l’accueil dans son laboratoire de nombreux chercheurs venant du monde entier. Il a toujours encouragé ses étudiants et ses collaborateurs à l’accompagner dans les grands congrès internationaux et à présenter leurs résultats. Une des leçons les plus importantes que nous avons apprises en travaillant dans son équipe est l’absolue nécessité d’échanger des idées avec d’autres chercheurs du domaine et de mettre en place des collaborations pour aborder les questions par des approches complémentaires. Raymond Devoret a su attirer dans son équipe des chercheurs enthousiastes, venant d’horizons divers et avides d’échanger leurs idées. Il a aussi bénéficié de la présence à ses côtés d’Adriana Bailone qui a assuré la continuité des travaux pendant plus de 30 ans, a formé de nombreux étudiants, les guidant dans la mise en œuvre de nouvelles approches et analysant sans relâche les résultats pour faire émerger de nouvelles hypothèses, alors que Raymond Devoret apportait en rentrant de congrès des perspectives de collaboration avec d’autres laboratoires et des idées nouvelles qu’il partageait avec enthousiasme.

32Les nombreux chercheurs formés dans son équipe louent sa rigueur scientifique, son enthousiasme pour tester de nouvelles hypothèses, mais aussi son exigence concernant la clarté requise pour présenter les résultats obtenus. C’était un débatteur redouté au laboratoire comme dans les plus grands congrès scientifiques, un scientifique de talent qui n’hésitait pas à défendre ses idées avec ferveur surtout si elles marquaient une rupture avec la pensée unique. Tous reconnaissaient son enthousiasme pour la science, son énergie et sa curiosité insatiable.

33Raymond Devoret a beaucoup œuvré pour rendre les avancées scientifiques accessibles au plus grand nombre, publiant dès 1971 un article dans la revue Découverte « l’ADN sous le feu des radiations : des blessures qui se cicatrisent » ou présentant les nouveaux tests de cancérigènes potentiels en 1979 dans la revue Pour la Science. On peut également citer en 1992 l’article « les fonctions SOS ou comment les bactéries survivent aux lésions de leur ADN » publié dans les Annales de l’Institut Pasteur et en 1993 l’article « Mécanisme de la mutagenèse SOS chez les bactéries » dans le Bulletin de la Société Française de Génétique. Il a également écrit en collaboration avec ses collègues américains plusieurs chapitres de livres qui sont restés des références pour l’ensemble de la communauté scientifique qui s’intéresse aux réponses des bactéries aux radiations.
C’était aussi un homme chaleureux qui aimait se retrouver autour d’une bonne table avec ses collègues.
C’était un scientifique généreux qui a toujours apporté beaucoup de bienveillance et d’aide aux jeunes chercheurs et certains n’hésitent pas à dire que leur rencontre avec Raymond Devoret a changé leur vie. Sa disparition en 2018 a été une grande perte dans le domaine des 3R et de la biologie des radiations.

Raymond Devoret

Raymond Devoret

Raymond Devoret lors d’un repas avec ses collaborateurs

© Collection personnelle de Michel Devoret

Devoret et ses collaboratrices

Devoret et ses collaboratrices
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Bibliographie

Raymond Devoret (à droite) avec ses collaboratrices Adriana Bailone (à gauche) et Suzanne Sommer (au milieu) en 1990

© Collection personnelle d’Adriana Bailone

1- Devoret R, Levy C. Aspects biologiques et médicaux de la radioprotection, dans Radiobiologie Appliquée, Gauthier Villars Ed. Paris (1965) chapitre 18, p. 775-804.

2- Markovich H, Devoret R. The effect of small doses of ionizing radiations on Escherichia coli. Internat. J. of Rad. Biol. (1959) p. 293-303.

3- Lwoff A, Siminovitch L, Kjeldgaard N. Induction de la production de bactériophages chez une bactérie lysogène. Ann. Inst. Pasteur 79 (1950), p. 815-859.

4- Latarjet R. Induction par rayons X de la production de bactériophages chez B. megatherium lysogénique. Ann. Inst. Pasteur 81 (1951), p. 389-393.

5- Markovich H, Latarjet R. Radiobiological aspects of the induction of lysogenic bacteria to produce phage with x-ray, gamma ray and ultraviolet radiations. Adv. Biol. Med. Phys. 6 (1958), p. 75-94.

6- Borek E, Ryan A The transfer of irradiation-elicited induction in a lysogenic organism, Proc. Nat. Acad. Sci. USA 44 (1958), p. 374-377.

7- Borek E, Ryan A. The transfer of a biologically active irradiation product from cell to cell, Biochim. Biophys. Acta 41 (1960), p. 67-73.

8- Devoret R, George J. Sur l’action inductrice du rayonnement ultraviolet après conjugaison chez Escherichia coli K12, C. R. Acad. Sc. Paris 258 (1964), p. 2227-2230.

9- Devoret R, George J. Sur un facteur extra-chromosomique responsable de l’induction ultraviolette par conjugaison chez Escherichia coli K12, C. R. Acad. Sc. Paris 258 (1964), p. 5287-5290.

10- Devoret R, George J. Induction indirecte du prophage λ par le rayonnement ultraviolet, Mutation Res. 4 (1967), p. 713-734.

11- George J, Devoret R. Conjugal transfer of UV-damaged F-prime sex factors and indirect induction of prophage λ, Molec. Gen. Genet 111 (1971), p. 103-119

12- Devoret R. Influence du génotype de la bactérie hôte sur la mutation du phage λ produite par le rayonnement ultraviolet, C. R. Acad. Sci. Paris 260 (1965), p. 1510-1513

13- Brooks, K., and A. J. Clark. Behaviour of a bacteriophage in a recombination-deficient strain of Escherichia coli. J. Virol. 1 (1967) p. 283-293.

14- Devoret R, Blanco M. Mutants of Escherichia coli K12 (λ)+ non-inducible by thymine deprivation. I Method of isolation and classes of mutants obtained, Molec. Gen. Genet. 107 (1970), p. 272-280.

15- Ames B, Durston WE, YamasakiE, Lee FD. Carcinogens are mutagens : a simple test system combining liver homogenates for activation and bacteria for detection. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 70 (1973), p. 2281-2285.

16- Moreau PL, Bailone A, Devoret R. Prophage λ induction in Escherichia coli K12 envA uvrB : a highly sensitive test for potential carcinogens. Proc. Nat. Acad. Sci. (1976) 73, p. 3700-3704.

17- Radman M. in Molecular and environmental aspects of mutagenesis, Thomas C. Ed, Springfield, Illinois. (1974) p. 128.

18- Radman M. SOS repair hypothesis : Phenomenology of an inducible DNA repair which is accompanied by mutagenesis. In Molecular mechanisms for repair of DNA, Hanawalt P. and Setlow R.B. Eds, Plenum Press, New York (1975) p. 355-367.

19- Devoret R. The regulatory role of radiation of DNA, Pollard E.C. and Bockrath R.C. Eds, Gainsville. (1975).

20- Witkin EM. Ultraviolet mutagenesis and inducible DNA repair in Escherichia coli. Bact. Rev. 40 (1976), p. 869-907.

21- Bailone A, Blanco M, Devoret R. E.coli K12 inf : a mutant deficient in prophage λ induction and cell filamentation. Molec. Gen. Genet. 136 (1975), p. 291-307.

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24- Morand P, Blanco M, Devoret R. Characterization of lexB mutations in Escherichia coli K-12. J. Bacteriol. 131(2) (1977), p. 572-582.

25- Roberts JW, Roberts CW. Proteolytic cleavage of bacteriophage λ repressor in induction. Proc. Nat. Acad. Sci. USA. 72(1) (1975), p. 147-151.

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28- Little JW, Harper JE. Identification of the lexA gene product of Escherichia coli K-12. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 76(12) (1979), p. 6147-6151.

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30- Little JW, Mount DW, Yanis-Perron CR. Purified LexA protein is a repressor of the recA and lexA genes. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 78(7) (1981), p. 4199-4203.

31- Brent R, Ptashne M. Mechanism of action of the lexA gene product. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 78(7) (1981), p. 4204-4208

32- Little JW Autodigestion of LexA and phage λ repressors. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 81 (3) (1984), p. 1375-1379.

33- Bailone A, Brandenburger A, Lévine A, Pierre M, Dutreix M, Devoret R. Indirect SOS induction is promoted by ultraviolet light-damaged miniF and requires the miniF lynA locus. J. Mol. Biol. 179(3) (1984), p. 367-390.

34- Brandenburger A, Bailone A, Lévine A, Devoret R. Gratuitous induction. J. Mol. Biol. 179(3) (1984), p. 571-576.

35- Sommer S, Bailone A, Devoret R. SOS induction by thermosensitive replication mutants of miniF plasmid. Mol. Gen. Genet. 198(3) (1985), p. 456-464.

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42- Boudsocq F, Campbell M, Devoret R, Bailone A. Quantitation of the inhibition of Hfr x F- recombination by the mutagenesis complex UmuD'C. J. Mol. Biol. 270(2) (1997), p. 201-211.

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44- Dutreix M, Moreau PL, Bailone A, Galibert F, Battista JR, Walker GC, Devoret R. New recA mutations that dissociate the various RecA protein activities in Escherichia coli provide evidence for an additional role for RecA protein in UV mutagenesis, J. Bacteriol. 171 (5) (1989) p. 2415-2423.

45- Dutreix M, Burnett B, Bailone A, Radding CM, Devoret R. A partially deficient mutant, recA1730, that fails to form normal nucleoprotein filaments. Mol. Gen. Genet. 232(3) (1992), p. 489-497.

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47- Reuven NB, Arad G, Maor-Shoshani A, Livneh Z. The mutagenesis protein UmuC is a DNA polymerase activated by UmuD', RecA, and SSB and is specialized for translesion replication. J. Biol. Chem. 274(45) (1999), p. 31763-37766.

48- Tang M, Shen X, Frank EG, O’Donnell M, Woodgate R, Goodman MF. UmuD'(2)C is an error-prone DNA polymerase, Escherichia coli Pol V. Proc. Nat. Acad. Sci. USA 96(16) (1999), p. 8919-8924.

49- Ohmori H, Friedberg EC, Fuchs RP, Goodman MF, Hanaoka F, Hinkle D, Kunkel TA, Lawrence CW, Livneh Z, Nohmi T, Prakash L, Prakash S, Todo T, Walker GC, Wang Z, Woodgate R. The Y family of DNA polymerases. Mol Cell. 8 (2001), p. 7-8.

50- Zahradka K, Slade D, Bailone A, Sommer S, Averbeck D, Petranovic M, Lindner AB, Radman M. Reassembly of shattered chromosomes in Deinococcus radiodurans. Nature 443(7111) (2006), p. 569-573.

51- Bouthier de la Tour C, Boisnard S, Norais C, Toueille M, Bentchikou E, Vannier F, Cox MM, Sommer S, Servant P. The deinococcal DdrB protein is involved in an early step of DNA double strand break repair and in plasmid transformation through its single-strand annealing activity. DNA repair 10(12) (2011), p. 1223-1231.

52- Devigne A, Ithurbide S, Bouthier de la Tour C, Passot F, Mathieu M, Sommer S, Servant P. DdrO is an essential protein that regulates the radiation desiccation response and the apoptotic-like cell death in the radioresistant Deinococcus radiodurans bacterium. Mol Microbiol 96(5) (2015), p. 1069-1084.

53- Meyer L, Coste G, Sommer S, Oberto J, Confalonieri F, Servant P, Pasternak C. DdrI, a cAMP Receptor Protein Family Member, Acts as a Major Regulator for Adaptation of Deinococcus radiodurans to Various Stresses. J Bacteriol. 200(13) (2018), e00129-18.

54- Pasternak C, Ton-Hoang B, Coste G, Bailone A, Chandler M, Sommer S. Irradiation-induced Deinococcus radiodurans genome fragmentation triggers transposition of a single resident insertion sequence. PLoS Genet. 6(1) (2010), e1000799.

55- Ton-Hoang B,Pasternak C, Siguier P, Guynet C, Hickman AB, Dyda F, Sommer S, Chandler. Single-stranded DNA transposition is coupled to host replication. Cell 142(3) (2010), p. 398-408.

56- Daly MJ, Gaidamakova EK, Matrosova VY, Vasilenko A, Zhai M, Leapman RD, Lai B, Ravel B, Li SMW, Kemner KM, Fredrickson JK. Protein oxidation implicated as the primary determinant of bacterial radioresistance. PLoS Biol. 5(4) (2007), e92.

57- Daly MJ. A new perspective on radiation resistance based on Deinococcus radiodurans. Nat. Rev. Microbiol. 7(3) (2009), p. 237-245.

58- Slade D, Radman M. Oxidative stress resistance in Deinococcus radiodurans. Microbiol. Mol. Biol. Rev. 75(1) (2011), p. 133-191.

59- Benoit I, Burty-Valin E, Radman M. A Proteome-Centric View of Ageing, including that of the Skin and Age-Related Diseases : Considerations of a Common Cause and Common Preventative and Curative Interventions. Clin Cosmet Investig Dermatol. 16 (2023), p. 79-85.

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Annexe

Glossaire

ADN-gyrase : l'ADN gyrase ou gyrase est une protéine essentielle, spécifique des bactéries, capable d’introduire du surenroulement négatif dans l’ADN. Elle catalyse la coupure des deux brins d'un segment d'ADN, pour permettre la traversée par un autre ADN suivie par la refermeture du segment d’ADN. Un certain nombre d’antibiotiques ont pour cible l’ADN- gyrase. L’un d’entre eux, l’acide nalidixique inhibe l’activité de refermeture de l’ADN-gyrase entraînant ainsi des coupures double-brin dans l’ADN.

Conjugaison : initialement le terme conjugaison désignait l’appariement d’une bactérie donatrice (F+) à une bactérie réceptrice (F-) associé au transfert du facteur sexuel F. Le facteur sexuel F est constitué d’un ADN circulaire capable de se répliquer de façon autonome dans des bactéries (F+), encore appelées bactéries « mâles » et de se transférer à des bactéries dépourvues du facteur F (F-), encore appelées bactéries « femelles » (voir figure 2). La bactérie réceptrice qui a acquis un plasmide F par conjugaison devient à son tour donatrice. Le terme de conjugaison a ensuite été élargi au transfert d’autres plasmides dits conjugatifs.

Dimère de pyrimidines : les dimères de pyrimidines sont les lésions les plus fréquentes provoquées dans l’ADN par l’exposition des cellules au rayonnement ultraviolet. Ils résultent de la formation de liaisons covalentes entre des résidus de thymine ou de cytosine adjacents. Ces dimères de pyrimidines altèrent la structure de l'ADN, ce qui a pour effet de bloquer la réplication de l’ADN par les ADN-polymérases classiques. Des systèmes de réparation sont capables de les détecter et de les exciser avant que l’ADN ne soit répliqué. Les lésions résiduelles devront être prises en charge par d’autres systèmes de réparation ou être tolérées par des polymérases infidèles capables de répliquer un ADN endommagé.

Opéron : un opéron est constitué de plusieurs gènes qui sont exprimés ensemble à partir d’une même région promotrice et sont transcrits en un seul ARN messager.

Phage, prophage et induction lysogénique : le terme phage (ou bactériophage) est le nom donné à un virus qui infecte les bactéries et on parle de prophage lorsque le phage est présent à l’état dormant dans une bactérie hôte, son ADN étant intégré dans le chromosome bactérien. L’induction lysogénique correspond au « réveil » du prophage, son ADN est alors excisé du chromosome bactérien aboutissant à sa multiplication rapide, à la formation de nouveaux phages et à la lyse des bactéries hôtes (voir figure 1).

Protéome : ensemble des protéines présentes dans une bactérie, une cellule ou un groupe de cellules (organe, organisme) dans des conditions données et à un moment donné. La protéomique vise à étudier le protéome en identifiant de manière globale les protéines extraites d'une culture bactérienne, d’une culture de cellules ou d'un tissu, leur quantité respective et leurs modifications (par exemple leur oxydation ou leur méthylation).

Recombinaison : La recombinaison génétique est un échange d'information entre deux génomes différents ou bien entre deux chromosomes. Il s'agit en général d'un échange entre fragments d'ADN. Elle nécessite la présence de séquences homologues entre deux régions de l'ADN. Elle joue un rôle important dans la réparation des cassures double-brin de l’ADN en récupérant l’information sur une autre molécule d’ADN homologue pour combler la brêche.

Réplicon : un réplicon est un ADN (ou une région d’ADN) capable de se dupliquer (répliquer) dans une cellule à partir d’une séquence unique appelée origine de réplication.

Répresseur : un répresseur est une molécule, souvent une protéine, régulant négativement la transcription en ARN messager d'un ou de plusieurs gènes en se liant à une séquence spécifique sur l'ADN appelée opérateur. Le répresseur du prophage va maintenir celui-ci à l’état dormant en bloquant l’expression des gènes impliqués dans la multiplication du phage. De même le répresseur LexA, en absence de dommages de l’ADN va contrôler négativement l’expression des gènes SOS.

Séquence d’insertion et transposition : une séquence d’insertion est une séquence d’ADN capable de se déplacer de façon autonome dans le génome par un mécanisme appelée transposition grâce à une enzyme appelée transposase. Ces séquences d’ADN mobiles sont présentes chez tous les organismes vivants et sont un moteur important de l’évolution.

Transcriptomique : La transcriptomique repose sur la quantification systématique de l'ensemble des ARN messagers produits dans une bactérie, une cellule ou un compartiment cellulaire, ce qui permet d'avoir une indication relative du taux de transcription de différents gènes dans des conditions données.

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Table des illustrations

Titre Raymond Devoret
Légende Légende : Raymond Devoret (1928-2018)
Crédits © Collection personnelle de Michel Devoret
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-1.jpg
Fichier image/jpeg, 12k
Titre Figure 1 : Lysogénie et cycle lytique.
Légende Le phage λ est constitué d’ADN double-brin encapsidé dans une tête (capside) à laquelle est fixée une queue. Lorsque le phage λ infecte une bactérie, il s’adsorbe dans la cellule par sa queue et injecte son ADN qui se circularise grâce à l’appariement des sites cos et à une ligase qui referme les brèches. C’est à ce stade que se décide le destin du phage.
Crédits © Suzanne Sommer
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-2.jpg
Fichier image/jpeg, 55k
Titre Figure 2 : Transfert par conjugaison du facteur sexuel F
Légende La bactérie donatrice qui contient le plasmide F porte des pili qui permettent l’établissement du contact avec une bactérie réceptrice dépourvue du facteur F, la rétractation du pilus amène les bactéries à un contact étroit des deux membranes cellulaires, un pore transmembranaire se crée par lequel un seul brin d’ADN du plasmide F est transféré dans la bactérie réceptrice. Le passage de ce brin se produit simultanément à la synthèse du brin complémentaire dans la bactérie donatrice. Le brin entrant dans la bactérie réceptrice dans le sens 5  vers 3’, la synthèse du brin complémentaire est discontinue, nécessitant de nombreuses séquences amorces. Après synthèse des brins complémentaires, l’ADN du plasmide F se circularise dans la bactérie donatrice et la bactérie réceptrice.
Crédits © Suzanne Sommer
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-3.jpg
Fichier image/jpeg, 39k
Titre Figure 3 : Réponses aux lésions de l’ADN
Légende L’activation de la protéine RecA entraîne le clivage du répresseur LexA ce qui déclenche l’induction des gènes SOS et favorise ainsi la réparation des lésions de l’ADN. S’il reste des lésions résiduelles, elles participent à l’augmentation de la mutagenèse. L’activation de la protéine RecA entraîne aussi le clivage du répresseur phagique qui, chez les bactéries lysogènes, conduit à l’induction du prophage et à la lyse des cellules.
Crédits © Suzanne Sommer
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-4.png
Fichier image/png, 99k
Titre Figure 4 : Mécanismes moléculaires de la mutagenèse SOS
Légende L’activation de la protéine RecA sur de l’ADN simple-brin entraîne le clivage du répresseur LexA (panneau A) déclenchant l’induction des gènes umuD et umuC organisés en opéron (panneau B). La protéine RecA activée stimule ensuite le clivage de UmuD en UmuD’ (panneau C), une forme raccourcie d’UmuD active dans la mutagenèse. Le complexe UmuD’2C formé de 2 protéines UmuD’ et d’une protéine UmuC va se positionner en face de la lésion en interagissant avec l’extrémité du filament RecA (panneaux D & E), remplacer l’ADN polymérase III (Pol III) et permettre ainsi l’incorporation de nucléotides en face de la lésion (panneau F). La réplication est ensuite reprise en charge par la polymérase III (panneau G) et l’ADN peut être ainsi entièrement répliqué (panneau H) mais au prix de l’apparition de mutations.
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-5.png
Fichier image/png, 194k
Titre Raymond Devoret
Légende Raymond Devoret lors d’un repas avec ses collaborateurs
Crédits © Collection personnelle de Michel Devoret
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-6.png
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Titre Devoret et ses collaboratrices
URL http://journals.openedition.org/hrc/docannexe/image/12714/img-7.png
Fichier image/png, 635k
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Pour citer cet article

Référence électronique

Suzanne Sommer, « Raymond Devoret et la réponse des bactéries aux radiations »Histoire de la recherche contemporaine [En ligne], Articles en pré-publication, mis en ligne le 03 janvier 2025, consulté le 16 mars 2026. URL : http://journals.openedition.org/hrc/12714

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Auteur

Suzanne Sommer

Maître de conférences de 1987 à 2000, professeur de 2000 à 2015 puis professeur émérite de 2015 à 2019 et professeur honoraire depuis 2019 à l’université Paris Sud, a travaillé de 1983 à 2000 dans l’équipe de Raymond Devoret avant de créer sa propre équipe à l’Institut de génétique et microbiologie à Orsay en s’intéressant à la radiorésistance extrême de la bactérie Deinococcus radiodurans, pitra.suzanne@wanadoo.fr

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Droits d’auteur

Le texte et les autres éléments (illustrations, fichiers annexes importés), sont « Tous droits réservés », sauf mention contraire.

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